C3807 Cvičení z chemie přírodních polymerů
Návody k laboratorním úlohám
Radka Bačovská, Světlana Filípková, Pavla Hanáčková, Ladislav Pospíšil
Přírodovědecká fakulta, Masarykova univerzita
2
Návody k úlohám Cvičení z chemie přírodních polymerů, C3807, vznikly díky finanční
podpoře v rámci projektu FRMU 2017. Všechny úlohy byly odzkoušeny v laboratořích
Přírodovědecké fakulty Masarykovy univerzity. Cvičení je také doplněno o exkurzi na CEITEC
VUT. Studenti se ve cvičení seznámí s běžnými i moderními trendy v oblasti přírodních polymerů.
Cvičení souvisí s předmětem C3804 Přírodní polymery. Úlohy vychází jak z převzatých úloh
z UTB, UP, UK, tak naprosto nových. Teoretické úvody představují základní představení obecné
skupiny polymerních látek. Při provádění úloh je třeba dbát zvýšené opatrnosti a striktně dodržovat
uvedená bezpečnostní pravidla. Ve cvičeních se bude pracovat s nebezpečnými a dráždivými
látkami. Před zahájením samotného chemického procesu musí být aparatura zkontrolována
vyučujícím. Studenti jsou povinni seznámit se s bezpečnostními pravidlo pro nakládání s
chemikáliemi (např. bezpečnostní listy na stránkách Sigma Aldrich, Acros Organics apod.).
3
Obsah
SACHARIDY............................................................................................................................................ 5
Úloha č. 1: POLYSACHARIDY – ŠKROB................................................................................................... 7
A. KVALITATIVNÍ REAKCE SACHARIDŮ...............................................................................................7
a. Fehlingova reakce.......................................................................................................................7
b. Tollensova zkouška.................................................................................................................8
c. Selivanova reakce.......................................................................................................................8
B. STANOVENÍ ŠKROBU GRAVIMETRICKY...................................................................................9
C. DŮKAZ PŘÍTOMNOSTI ŠKROBU A SOLANINU V HLÍZÁCH BRAMBOR...................................10
D. DĚLENÍ ŠKROBU NA AMYLOSU A AMYLOPEKTIN .................................................................10
E. ENZYMATICKÁ HYDROLÝZA ŠKROBU........................................................................................11
Úloha č. 2: DŘEVO A POLYSACHARID CELULOSA................................................................................ 12
A. STANOVENÍ VLHKOSTI DŘEVA..............................................................................................13
B. PŘÍPRAVA NITRÁTU CELULOSY.............................................................................................13
C. STANOVENÍ VLHKOSTI CELULOSY.........................................................................................14
D. STANOVENÍ ROZPUSTNOSTI CELULOS V HYDROXIDU SODNÉM..........................................14
E. STANOVENÍ α CELULOSY (metodou dle Tappiho) ....................................................................15
F. STANOVENÍ α CELULOSY (metodou dle Klauditze)...................................................................16
G. STANOVENÍ PODÍLU HOLOCELULOSY VE DŘEVĚ (metoda podle Wise) ...............................16
H. STANOVENÍ LIGNINU VE DŘEVĚ (metoda podle Komarova)................................................17
I. SIMULACE VÝROBY PERGAMENOVÉHO PAPÍRU ......................................................................18
BÍLKOVINY A AMINOKYSELINY............................................................................................................ 19
Úloha č. 3: DŮKAZ BÍLKOVIN/AMINOKYSELIN.................................................................................... 20
Biuretová reakce..............................................................................................................................20
Xanthoproteinová reakce................................................................................................................20
Úloha č. 4: KYSELÁ HYDROLÝZA BÍLKOVIN (denaturace kolagenu na klíh)......................................... 21
Úloha č. 5: STANOVENÍ AMINOKYSELIN / BÍLKOVIN .......................................................................... 22
A. STANOVENÍ VOLNÝCH AMINOKYSELIN ................................................................................22
B. STANOVENÍ AKTIVNÍ KYSELOSTI MLÉČNÝCH VÝROBKŮ .......................................................23
C. STANOVENÍ KYSELOSTI KASEINU..........................................................................................23
D. STANOVENÍ OBSAHU TUKU V KASEINU................................................................................24
E. STANOVENÍ POPELA V KASEINU...............................................................................................24
F. ORIENTAČNÍ STANOVENÍ VISKOSITY KASEINU.........................................................................25
G. STANOVENÍ BÍLKOVIN V MLÉCE (Pyneho metoda)...............................................................25
4
H. STANOVENÍ BÍLKOVIN V MLÉCE (metoda dle Schulze).........................................................25
Úloha č. 6: VÝROBA GALALITU Z KASEINU.......................................................................................... 27
TUKY, OLEJE, VOSKY............................................................................................................................ 28
Úloha č. 7: TUKOVÉ CHARAKTERISTIKY .............................................................................................. 29
A. PEROXIDOVÉ ČÍSLO...............................................................................................................29
B. JODOVÉ ČÍSLO.......................................................................................................................29
C. ČÍSLO KYSELOSTI...................................................................................................................30
D. ČÍSLO ZMÝDELNĚNÍ ..............................................................................................................31
E. ČÍSLO ESTEROVÉ.......................................................................................................................31
MODERNÍ TRENDY V POLYMERNÍ CHEMII.......................................................................................... 32
Úloha č. 8: MĚĎNATÉ HEDVÁBÍ.......................................................................................................... 32
Úloha č. 9: ELEKTROSTATICKÉ NANOZVLÁKŇOVÁNÍ PŘÍRODNÍCH POLYMERŮ ................................. 34
Úloha č. 10: 3D TISK PŘÍRODNÍCH POLYMERŮ................................................................................... 36
5
SACHARIDY
Sacharidy jsou rozsáhlou a velmi pestrou skupinou přírodních látek patřících do skupiny
polyhydroxyderivátů karbonylových sloučenin (aldehydů nebo ketonů). Podle počtu
monosacharidových jednotek je rozdělujeme na: monosacharidy, oligosacharidy (2-10 molekul) a
polysacharidy.
Nízkomolekulární sacharidy jsou rozpustné ve vodě a mají více či méně sladkou chuť:
označují se jako cukry (monosacharidy a oligosacharidy jsou na potravinách označovány kategorií
„z toho cukry“). Makromolekulární polysacharidy jsou většinou bez chuti a jsou ve vodě jen
omezeně rozpustné (škrob, agar), nebo zcela nerozpustné (celulóza a jiné neškrobové polysacharidy
z vlákniny).
Monosacharidy (z řečtiny monos: jednoduchý, sacchar: cukr) jsou základní stavební
jednotky všech sacharidů. Jsou charakteristické tím, že se nedají štěpit na sacharidy jednodušší.
Monosacharidy jsou typicky krystalické látky dobře rozpustné ve vodě a v polárních
rozpouštědlech. Monosacharidy jsou chirální sloučeniny, to znamená, že jsou opticky aktivní a
stáčejí rovinu rovinně polarizovaného světla. Monosacharidy s aldehydovou skupinou se nazývají
aldosy, s ketoskupinou ketosy. Podle počtu uhlíků se dělí na triosy, tetrosy, pentosy a hexosy.
Shoda konfigurace na posledním chirálním uhlíku s konfigurací D- nebo L-glyceraldehydu určuje
příslušnost monosacharidu do konfigurační řady D nebo L. Názvosloví monosacharidů se tvoří
pomocí konfiguračních předpon, které označují relativní konfiguraci na chirálních centrech
molekuly.
V roztoku existují převážně v cyklických formách, přičemž formy s pětičlenným kruhem
označujeme jako furanosy. Šestičlenné kruhy nazýváme pyranosy. Při uzavření cyklické formy
dochází k vzniku dvou anomerů, které rozlišujeme za pomoci anomerních konfiguračních symbolů
α a β. Pyranosy se v roztoku nejčastěji vyskytují v židličkových konformacích, furanosy jsou
konformačně flexibilnější a preferují obálkové konformace.
Nejdůležitějšími monosacharidy jsou glukóza, fruktóza a laktóza. Všechny monosacharidy
jsou redukující, neboť mají aldehydovou (a patří tedy mezi aldózy) skupinu, nebo mají ketonovou
skupinu a mohou se tautomerizovat. Patří sem například galaktóza, glukóza, glyceraldehyd,
fruktóza a ribóza.
Oligosacharidy jsou sloučeniny vzniklé spojením dvou až deseti monosacharidových
jednotek glykosidovou vazbou. Podle počtu monosacharidových jednotek vázaných v jejich
molekulách rozlišujeme disacharidy, trisacharidy, tetrasacharidy atd. Kyselou hydrolýzou se z nich
opět uvolňují monosacharidy. Nejdůležitějšími z disacharidů jsou sacharóza a maltóza, laktóza.
Sacharóza1
je cukrem neredukujícím, zatímco, maltóza a laktóza jsou cukry redukující.
Obrázek 1: maltóza, laktóza, sacharóza
Produkty jejich hydrolýzy obsahují více redukujících sacharidů, zastoupení redukujících
sacharidů v těchto produktech se nazývá dextrózový ekvivalent (DE).
1
Anglicky je sacharóza SUCROSE! Někdy se mylně uvádějí jako neredukující cukry sukróza a sacharóza. To
je pustý omyl, kdy si autoři nepřeložili do češtiny název SUCROSE.
6
Polysacharidy jsou nejrozšířenějšími přírodními polymery, Polysacharidy jsou složeny z
mnoha monosacharidových jednotek, navzájem spojených glykosidovými vazbami. V přírodě patří
mezi nejrozšířenější skupinu sacharidů. Většina polysacharidů má význam jako stavební materiál
(celulosa) nebo se ukládá v podobě zásobních látek (škrob) v rostlinných i živočišných
organismech. Polysacharidy se obvykle ve vodě nerozpouštějí nebo jen botnají. Kyselou nebo
enzymovou hydrolýzou vznikají z polysacharidů oligo- až monosacharidy.
Obrázek 2: Stavba dřeva
7
Úloha č. 1: POLYSACHARIDY – ŠKROB
Škrob je nejdůležitějším zásobním polysacharidem rostlin. V našem zeměpisném pásmu je
spojován hlavně s bramborami, ale celosvětově je nejdůležitější plodinou pro výrobu škrobu
kukuřice.
Škrob se v rostlinách vyskytuje jako heterogenní částice, nikoli jako rozpuštěná látka. Podle
druhu plodiny má různý tvar a velikost. Některé plodiny (např. pšenice) mají zrna dvou různých
velikostí.
Obrázek 3: Zrna různých škrobů
Chemicky je škrob poly (1,4)α-D-glukopyranosa v podobě lineární makromolekuly amylózy
nebo větveného amylopektinu, jejichž vzájemný poměr se liší dle druhu rostliny.
Obrázek 4: Amylóza Obrázek 5: Amylopektin
Typickou barevnou reakci s Lugolovým činidlem (roztok I2 v KI) dává pouze amylóza.
Škrob lze chemicky i enzymaticky štěpit v hlavním řetězci na oligosacharidy až
monosacharidy. Štěpení chemické je obvykle kysele katalyzované běžnými anorganickými
kyselinami (HCl, H2SO4).
A. KVALITATIVNÍ REAKCE SACHARIDŮ
a. Fehlingova reakce
Oxidačně – redukční reakce probíhá pouze u skupiny tzv. redukujících cukrů. To jsou takové
cukry, které mohou mít v otevřené formě volnou, oxidace schopnou, karbonylovou skupinu. Může
jít jak o monosacharidy, tak disacharidy, trisacharidy či vyšší mery sacharidů. Má-li dojít
k viditelné reakci (změna barvy sloučeniny mědi z modré na žlutočervenou), musí být v roztoku
dostatečná koncentrace koncových merů, které mohou mít v otevřené formě volnou, oxidace
schopnou, karbonylovou skupinu. Pokud tomu tak není, jedná se o tzv. cukr neredukující. Oxidačně
– redukční reakce obvykle probíhá pouze do stupně redukce Cu+2
na Cu+1
. V případě vyšší
koncentrace redukujícího sacharidu může dojít k redukci až na Cu.
2 -COH + O2 + 2 Cu+2
→-COOH + 2 Cu+1
2 -COH + O2 + 2 Cu+1
→-COOH + 2 Cu
8
Pomůcky:
zkumavka, lžička, 2 pipetky, kádinka, stojan, žíhací kruh, síťka
Vzorky:
vzorky sacharidů
Chemikálie:
Fehlingovo činidlo I: 4 g CuSO4.5H2O rozpusťte v destilované vodě a doplňte na 100 ml.
Fehlingovo činidlo II: 20 g KNaC4H4O6 4H2O a 15 g NaOH rozpusťte v destilované vodě a
doplňte na 100 ml.
Pracovní postup:
1. Do zkumavky nasypte na špičku špachtle pevného sacharidu a rozpusťte v destilované vodě,
případně nalijte jejich roztoky, přidejte 1 ml roztoku Fehling I a 1 ml roztoku Fehling II.
2. Zkumavku umístěte do vodní lázně a zahřívejte, dokud nedojde ke změně barvy.
3. Připravte slepý vzorek – místo sacharidu nalijte pouze destilovanou vodu
Závěr:
Jako výsledek uveďte, který vzorek obsahoval redukující a který neredukující sacharid,
popište změnu barvy.
b. Tollensova zkouška
Tollensovo činidlo vzniká reakcí dusičnanu stříbrného a koncentrovaného roztoku
hydroxidu amonného za vzniku amonného komplexu.
AgNO3 + 2 NaOH → Ag2O (s) + 2 NaNO3 + H2O
3 NH4OH + AgNO3 → [Ag(NH3)2]OH + 2 H2O + NH4NO3
2 Ag+
[NH3]0
+ R-HCO → 2 Ag0
+ R-COO-
NH4
+
+ 2 NH3 + H2O
Pomůcky:
zkumavka, lžička, 2 pipetky, kádinka, stojan, žíhací kruh, síťka
Vzorky:
vzorky sacharidů
Chemikálie:
AgNO3, NaOH, NH4OH, H2O
Pracovní postup:
1. Ke vzorku sacharidů ve formě vodného roztoku ve zkumavce přikápněte roztok NaOH a
AgNO3, přičemž vznikne hnědá sraženina Ag2O.
2. Do zkumavky přidejte koncentrovaný NH4OH, přičemž se hnědá sraženina Ag2O rozpustí.
Delším stáním ve směsi vzniká velmi výbušný Ag3N. V reakci s aldehydickou skupinou
sacharidů vzniká amonná sůl karboxylové kyseliny a redukované stříbro, které pozorujte na
stěně zkumavky v podobě stříbrného zrcátka.
3. Porovnejte se slepým vzorkem. Místo vzorku sacharidů nadávkujte pouze vodu.
Závěr:
Jako výsledek uveďte, který vzorek obsahoval redukující a který neredukující sacharid.
c. Selivanova reakce
Podstatou reakce je dehydratace sacharidů koncentrovanými kyselinami na
5-hydromethylfural, který následně reaguje s resorcinolem za změny barvy.
Obrázek 5: Selivanova reakce
9
Ketózy dávají třešňově červené zbarvení, aldózy reagují pomaleji2
. Při delší době zahřívání
mohou dát reakci i aldózy, protože v roztoku probíhá izomerizace aldózy na ketózu.
Pomůcky:
zkumavka, lžička, 2 pipetky, kádinka, stojan, žíhací kruh, síťka
Vzorky:
vzorky sacharidů
Chemikálie:
0,5 % roztok resorcinolu v 10 % HCl, konc. HCl
Pracovní postup:
1. Do roztoku sacharidů ve zkumavce přikápněte kapku HCl.
2. Přidejte kapku roztoku resorcinolu a pozorujte změnu barvy do červena.
3. Porovnejte se slepým vzorkem
Závěr:
Jako výsledek uveďte pouze popis změny barvy.
B. STANOVENÍ ŠKROBU GRAVIMETRICKY
Pomůcky:
Erlenmayerova baňka 250 ml (1x), nálevka, frita (větší póry), odměrný válec 100 ml,
kádinka 250 a 600 ml, váženka, pH papírky, mixer, vařič
Vzorky:
kuřecí párky „Striptýzky“, paštika „Májka“
Chemikálie:
8% KOH v ethanolu, ethanol (96% a 50%)
Pracovní postup:
1. Do vodní lázně (600 ml kádinka na magnetické míchačce) upevněte 100 ml Erlenmayerovu
baňku.
2. Zvažte nejprve celou nožičku párku (staženého ze střívka) nebo balení paštiky.
3. Do Erlenmayerovy baňky pak odvažte 2,5 – 3 g zhomogenizovaného vzorku masného
výrobku. Paštiku pouze jemně rozetřete, párek stáhněte ze střívka a rozemelte.
4. K masnému vzorku přilejte 80 ml 8% alkoholického roztoku KOH.
5. Vodní lázeň přiveďte k varu a obsah Erlenmayerovy baňky nechte za občasného míchání
zahřívat na vodní lázni 45 min.
6. K plně rozpuštěnému vzorku přidejte 25 ml 50% horkého ethanolu. Dojde k vysrážení
škrobových zrn, které nechte usadit na dno.
7. Opatrně odlijte horní vrstvu roztoku. Usazený škrob 3x dekantujte 30 ml horkého 50%
ehtanolu. Účinnost dekantace sledujte pomocí pH papírku, kdy by hodnota pH měla
poklesnout až k neutrální reakci.
8. Obsah Erlenmayerovy baňky kvantitativně převeďte na předem vysušenou a zváženou fritu
a vakuově přefiltrujte. Erlenmayerovu baňku důkladně vypláchněte horkým 50% ethanolem.
9. Sraženinu na fritě promyjte 20 ml chladného 96% ethanolu a po dobu 10 minut nechte přes
fritu se vzorkem procházet vzduch. Fritu se vzorkem vložte do sušárny o teplotě cca 100 °C
a sušte do konstantní hmotnosti.
Vyhodnocení a závěr:
Vypočítejte obsah škrobu ve zkoumaném vzorku v hm %:
2
Reagují cca. 20x pomaleji.
10
Jako výsledek uveďte obsah škrobu v analyzovaných výrobcích (přepočtěte na hmotnost
celé nožičky párku / balení paštiky) vyjádřený aritmetickým průměrem ze tří souběžných
stanovení. Vzájemně srovnejte oba testované výrobky a pokuste se o srovnání s hodnotami
deklarovanými výrobcem.
C. DŮKAZ PŘÍTOMNOSTI ŠKROBU A SOLANINU V HLÍZÁCH BRAMBOR
Principem Lugolovy reakce je vznik komplexu škrob-I3-
.
I2(l) + I(aq)
↔ I3-
(aq)
I3(aq)
↔ škrob I3-
komplex
I2(l) + I(aq)
↔ škrob I3-
komplex
Pomůcky:
Petriho miska, 4 kapiláry, nůž, pinzeta, filtrační papír, podložní sklíčko, mikroskop
Vzorky:
bramborová hlíza naklíčená a nenaklíčená
Chemikálie:
Koncentrovaná H2SO4, koncentrovaná CH3COOH, 1% vodný roztok formaldehydu, 0,5%
H2O2, Lugolův roztok (5 g I2 a 10 g KI v 85 ml destilované vody)
Pracovní postup:
1. Z bramborové hlízy (1x naklíčené, 1x nenaklíčené) ukrojte tenký plátek a položte jej na
Petriho misku nebo podložní sklíčko.
2. Postupně kapejte na plátek do řady 1-3 kapky konc. H2SO4, konc. CH3COOH, 1% roztoku
formaldehydu, 0,5% H2O2 a Lugolův roztok.
3. Přítomnost solaninu se projeví načervenalým zbarvením, přítomnost škrobu se projeví temně
modrým zbarvením.
Závěr
Jako výsledek uveďte porovnání naklíčené a nenaklíčené hlízy. Pokus monitorujte fotografiemi
(postačí z mobilního telefonu).
D. DĚLENÍ ŠKROBU NA AMYLOSU A AMYLOPEKTIN
Pomůcky:
plastová miska, kádinka 800 ml, odměrné válce 500 a 250 ml, nálevka, gáza, mixér, váhy,
teploměr, skleněná tyčinka, indikátorový papírek, kapátko
Vzorky:
bramborové hlízy (200 g)
Chemikálie:
0,9% NaCl, 35% HCl, 0,01M a 0,2M NaOH, Lugolův roztok
Pracovní postup:
1. 200 g omytých, rozkrájených bramborových hlíz zhomogenizujte v mixéru na kaši a
převeďte do 800 ml kádinky naplněné 500 ml fyziologického roztoku.
2. Suspenzi během 5 minut 3x promíchejte, přefiltrujte přes několikrát přeloženou gázu do
odměrného válce a nechte usadit.
3. Kapalinu opatrně odlijte a usazený škrob 3x dekantujte 150 ml fyziologického roztoku, poté
150 ml 0,01M NaOH a nakonec 3x 150 ml destilované vody.
4. Škrob nechejte vysušit na vzduchu do dalšího cvičení, zvažte a proveďte důkaz pomocí
Lugolova roztoku, viz bod C
5. Izolovaný škrob převeďte do Erlenmayerovy baňky, přidejte 1,5 ml 35% HCl a postupným
dokapáním 35% HCl pomocí kapátka upravte pH na hodnotu 6 - 7. Kontrolu pH proveďte
indikátorovým papírkem.
6. Vzorek nechte stát do dalšího cvičení, kdy se na dně kádinky objeví bílý gel (amylopektin).
11
7. Amylopektin dekantujte a pomalu odfiltrujte na Büchnerově nálevce. Vzorek amylopektinu
sušte za laboratorní teploty do konstantní hmotnosti.
Závěr
Jako výsledek uveďte procentuální výtěžek získaného škrobu z 200g bramborových hlíz,
uveďte procentuální obsah amylosy a amylopektinu ve vzorku a jejich vzájemné zastoupení.
E. ENZYMATICKÁ HYDROLÝZA ŠKROBU
Pomůcky:
kádinka 250 ml, vařič, zkumavky, kapátko, odměrný válec, kapkovací destička
Vzorky:
lidské sliny
Chemikálie:
bramborový škrob (komerční nebo vlastní z předchozí úlohy), Lugolův roztok
Pracovní postup:
1. Do každé ze 2 zkumavek nalijeme pomocí odměrného válce 5 ml škrobového mazu a 4 ml
lidských slin naředěných destilovanou vodou 1:1.
2. První zkumavku nechejte jako referenční, kdy při přikápnutí Lugolova roztoku dojde
k modrému zabarvení.
3. Druhou zkumavku vložte do vodní lázně (kádinka 250 ml) a pozvolna zahřívejte.
4. V pravidelných časových intervalech odebírejte na kapkovací destičku vzorek z referenční i
zahřívané zkumavky a po přidání kapky Lugolova roztoku sledujte zabarvení vzorků.
Zabarvení referenčního vzorku bude modré na důkaz přítomnosti škrobu, u zabarvení
zahřívaného vzorku by mělo docházet k barevným změnám v závislosti na rychlosti
enzymatické degradace škrobu lidskými slinami.
Závěr:
Jako výsledek uveďte barevnou změnu reakce.
12
Úloha č. 2: DŘEVO A POLYSACHARID CELULOSA
Chemickou stavbu dřeva tvoří ze 40-50 % celulóza, 20-30 % hemicelulóza, 20-30 % lignin,
1-15 % dalších organických látek (terpeny, tuky, vosky, třísloviny, pektiny, steroly, pryskyřice), 0,1-
0,5 % anorganických látek a voda. Celulóza a hemicelulóza patří mezi polysacharidy a bývají
souhrnně označovány jako holocelulóza. Lignin je vysokomolekulární látka.
Celulóza je nejrozšířenějším BIOPOLYMEREM na zemském povrchu. Tvoří základní
stavební složku rostlin. Celulóza je tvořena molekulami ß-D-glukózy spojenými pomocí ß-1,4
glykosidové vazby.
Obrázek 6: ß-D-Glukóza, ß-1,4 glykosidová vazba
Díky vláknité nadmolekulární struktuře má celulóza velkou pevnost. Celulóza je
hygroskopická. Její rozpustnost je velmi omezená a často při ní dochází ke štěpení hlavního řetězce.
Hlavní řetězec celulózy lze štěpit chemicky (kyselá katalýza) i enzymaticky (enzym celuláza).
Rozpustnost závisí na molekulové hmotnosti celulózy.
Celulóza se pro komerční účely izoluje ze dřeva odstraněním ostatních složek (ligninu,
hemicelulózy, olejů). Celulózové vlákno se používá v papírenském a textilním průmyslu. Celulóza
je hlavní složkou buničiny, z níž se vyrábí papír, a rostlinných vláken z bavlny, lnu a konopí; jejím
derivátem jsou vlákna z acetátu celulózy nebo vlákna viskózová, surovina k výrobě celofánu.
Nitrací celulózy vzniká nitrocelulóza, známá také jako střelná bavlna.
Kratší molekuly celulózy, často substituované a větvené, se nazývají hemicelulózy.
Hemicelulóza tvoří rovné, lineární řetězce obsahující pentózy i hexózy. Doprovází celulózu
v jednotlivých vrstvách buněčné stěny rostlin. Tvoří tmelící vrstvu mezi celulózními řetězcovými
makromolekulami, váže se na ni lignin. Ze dřeva je lze extrahovat pomocí zředěných bází a snadno
hydrolyzovat zředěnými kyselinami za tepla.
Lignin je vysokomolekulární polyfenolická amorfní látka. Základní stavební jednotkou jsou
deriváty fenylpropanu, které jsou vázány do trojrozměrných struktur etherovými vazbami nebo
vazbami mezi dvěma uhlíky. Je kovalentně vázán na polysacharidy. Lignin zabezpečuje dřevnatění
buněčných stěn. Při využití dřeva jako paliva množství ligninu určuje jeho výhřevnost.
Tab.: Složení bavlny, listnatého a jehličnanového dřeva3
Komponenta Bavlna [%] Jehličnaté dřevo [%] Listnaté dřevo [%]
Celulosa 90-94 50-58 52-54
Pentosa 1,5-2,0 11,0 25,0
Lignin 2,0-3,0 26,0-28,0 17,0
Pektinové látky 2,0 1,0 1,5-2,0
Bílkoviny 1,5-2,0 0,5-0,8 0,5-0,8
Tuky a vosky 0,5-1,0 1,0-2,0 1,0-2,0
Popel 1,0 0,25-0,5 0,25
3
Pentosany jsou hlavně hemicelulózy.
13
A. STANOVENÍ VLHKOSTI DŘEVA
Pomůcky:
sušárna, analytické váhy, exsikátor, kádinky, Petriho misky (2x), lžička
Zkušební vzorek:
dřevěné piliny
Postup práce:
1. Na analytických vahách zvažte suchou kádinku. Navažte do ní cca 1 g pilin.
2. Kádinku přikryjte Petriho miskou a dejte vysušit do sušárny při 105 °C po dobu 2 hodiny.
3. Kádinku i s víčkem nechejte v exsikátoru vychladnout a kádinku s obsahem zvažte opět na
analytických vahách.
4. Tento postup dále opakujte v 1h intervalu, dokud se nebude hmotnost vzorku pohybovat
v rozmezí 0,2 mg.
Vyhodnocení a závěr:
Vlhkost ve vzorku dřeva stanovte ze vzorce:
(%)100
AB
CB
v
−
−
=
kde v = vlhkost dřeva v %,
A = hmotnost prázdné kádinky v g
B = hmotnost kádinky se vzorkem před vysušením v g
C = hmotnost kádinky se vzorkem po vysušení v g
Obsah vlhkosti dřeva vyjádřete aritmetickým průměrem ze dvou souběžných stanovení.
B. PŘÍPRAVA NITRÁTU CELULOSY
Pomůcky:
Erlenmayerova baňka 250 ml, tyčinka
Chemikálie:
HNO3, H2SO4, ethanol, kafr, aceton
Pracovní postup:
1. V Erlenmayerově baňce v digestoři opatrně připravte nitrační směs smícháním 12 ml HNO3
s 20 ml H2SO4.
2. Nitrační směs ochlaďte v ledové vodní lázni na teplotu 20 °C.
3. Asi 1 g vaty (celulózy) vhoďte do nitrační směsi, baňku uzavřete plastovou zátkou a asi 5
minut promíchávejte.
4. Vatu opatrně vyjměte z nitrační směsi do kádinky s vodou, kde ji pořádně properte (vodu
alespoň 2x vyměňte).
5. Vypranou nitrovanou vatu vysušte mezi filtračními papíry a dosušte v mírně zapnuté sušárně
(případně ponechte vyschnout do dalšího cvičení).
6. Nitrovanou celulózu rozdělte na 4 části.
7. Porovnejte rozpustnost nitrocelulózy a celulózy v acetonu.
8. Porovnejte rozpustnost nitrocelulózy a celulózy v ethanolu.
9. Třetí kousek navažte na hmotnost 0,5 g nitrocelulózy. Ve zkumavce rozpusťte 0,1 g kafru
v 8 ml acetonu. Do připraveného roztoku vhoďte 0,5 g nitrocelulózy ovlhčeného ethanolem.
Zkumavku uzavřete a důkladně promíchejte.
10. Viskózní roztok nalijte na Petriho misku, uložte do digestoře a nechte do dalšího cvičení
vyschnout. Na Petriho misce vznikne průsvitný film z celuloidu.
11. Čtvrtý (zbylý) kousek vaty jen opatrně položte na žíhací síťku (odvážní na rozevřenou dlaň)
a zapalte.
Závěr:
Porovnejte rozpustnost celulózy a nitrocelulózy, zapište proces nitrace celulózy chemickou
rovnicí (včetně přípravy nitrační směsi).
14
C. STANOVENÍ VLHKOSTI CELULOSY
Pomůcky:
sušárna, analytické váhy, exsikátor, váženka (2x), lžička
Chemikálie:
celulóza (bavlna sepraná, sisalový, jutový či konopný provaz …)
Pracovní postup:
1. Na analytických vahách zvažte prázdnou váženku a váženku s asi 1 g celulózy.
2. Váženku s celulózou vložte do vyšší kádinky a kádinku umístěte do sušárny vyhřáté na
teplotu 103 °C po dobu nejméně 2 hodiny.
3. Váženku vyjměte ze sušárny a vložte do exsikátoru, kde ji ponechte vychladnout na
laboratorní teplotu.
4. Váženku se vzorkem zvažte na analytických vahách a opět umístěte do kádinky v sušárně.
5. Celý postup od bodu 2 opakujte do doby, než bude mít vysušený vzorek konstantní
hmotnost v rozmezí 0,2 mg.
Vyhodnocení a závěr:
Vlhkost celulózy se vypočte podle vzorce:
(%)100
AB
CB
v
−
−
=
kde v = vlhkost celulózy v %
A = hmotnost prázdné váženky v g,
B = hmotnost váženky se vzorkem celulózy před vysušením v g
C = hmotnost váženky se vzorkem celulózy po vysušení v g
Obsah vlhkosti celulózy vyjádřete aritmetickým průměrem ze dvou souběžných stanovení.
D. STANOVENÍ ROZPUSTNOSTI CELULOS V HYDROXIDU SODNÉM
Pomůcky:
Erlenmayerova baňka 250 ml (2x), filtrační papír, Büchnerova nálevka, odsávačka, Petriho
miska (2x), odměrný válec 100 ml, nálevka (3x), lžička, sušárna, kádinka, vařič, teploměr
s rozsahem do 100 o
C, pH papírky, nůžky
Chemikálie:
1% NaOH, 10% CH3COOH, celulosa (bavlněný plášť, sisalový, jutový či konopný
provaz…)
Pracovní postup:
1. Do Erlenmayerovy baňky navažte na analytických vahách 2,0 g celulosy, přidejte 100 ml na
60 °C zahřátého 1% NaOH a promíchejte.
2. Na baňku nasaďte nálevku a zahřívejte na vroucí vodní lázni v digestoři cca 1 h. Pravidelně
obsah baňky v desetiminutových intervalech promíchávejte.
3. Obsah baňky zfiltrujte přes předem zvážený filtrační papír na Büchnerově nálevce.
4. Baňku promyjte 60 ml horké vody a vylijte na filtr.
5. Filtrační koláč promyjte 50 ml 10% CH3COOH a horkou vodou až do neutrální reakce
filtrátu. Pomocí pH papírku ověřte pH filtrátu.
6. Filtrační koláč vyjměte z Büchnerovy nálevky, vložte do předem zvážené Petriho misky
s víčkem a sušte nejméně 90 min do konstantní hmotnosti v sušárně vyhřáté na 103 °C ± 2
°C.
Vyhodnocení a závěr:
Stanovte obsah nerozpustné celulózy ve vzorku dle vzorce:
15
kde wnc = obsah nerozpustné celulosy (%), mnc = hmotnost nerozpustné celulosy (g), m0 =
celková navážka celulosy (g)
Vypočtěte obsah nerozpustné celulózy přepočtený na absolutně suchou celulózu ze vzorce:
Obsah suché nerozpustné celulosy = obsah nerozpustné celulosy f
kde
Obsah rozpustné celulózy vztažený na absolutně suchou celulózu lze pak stanovit
přepočtem:
(s)C100)( NEROZP−=sCROZP
Jako výsledek uveďte obsah rozpustné a nerozpustné celulózy. Vzájemně porovnejte několik
vzorků (filtrační papír, vatu, tampóny, patronu, plášť apod.)
E. STANOVENÍ α CELULOSY (metodou dle Tappiho)
Pomůcky:
kádinka 250 ml (2x), odměrný válec 10 ml, 50 ml (2x), 100 ml, lžička, hodinové sklíčko,
odsávačka, filtrační kelímek S1 (2x), kádinka 400 ml, nálevka střední (2x), sušárna,
exsikátor
Chemikálie:
10% CH3COOH, 17,5 % NaOH, filtrační papír (zdroj celulózy), čistá celulóza
Pracovní postup:
1. Do 250 ml kádinky navažte na analytických vahách cca 3 g celulózy.
2. K celulóze přilejte 35 ml 17,5 % NaOH o teplotě 20 ± 0,2o
C a nechte 3 minuty stát
3. Poté za pomocí skleněné tyčinky 3 minuty míchejte a rozvlákňujte.
4. Po 3 minutách přilejte dalších 10 ml 17,5 % NaOH a rozvlákňujte 2,5 minuty.
5. Opět přidejte 10 ml 17,5 % NaOH a rozvlákňujte 3 minuty.
6. Dále přilejte 10 ml 17,5 % NaOH a rozvlákňujeme již jen 1 minutu.
7. Kádinku přikryjte hodinovým sklíčkem a nechte stát 25 minut.
8. Přidejte 25 ml vody o teplotě 20o
C a dobře promíchejte lžičkou (cca 1 minutu)
9. Rozvlákněnou celulózu filtrujte přes předem zváženou a vysušenou fritu.
10. Filtrační zbytek promyjte 300 ml vody o teplotě 20 ± 0,2o
C za stálého odsávání.
11. Odsávání přerušte a na filtrační zbytek nalijte 40 ml 10% CH3COOH o teplotě 20 ± 0,2o
C a
nechte 5 minut reagovat.
12. Kyselinu odsajte a zbytek na fritě opět promyjte 300 ml vody o teplotě 20o
C.
13. Kelímek se zbytkem sušte v sušárně při teplotě 103 ± 2o
C do konstantní hmotnosti.
14. Po vychladnutí v exsikátoru zvažte.
Vyhodnocení a závěr:
Stanovte obsah α celulózy (αCTAPPI) v [%] dle vzorce:
100a
1
1
n
m
CTAPPI =
kde je m1 = hmotnost α celulózy po vysušení v g,
n1 = navážka celulózy na stanovení v g.
16
F. STANOVENÍ α CELULOSY (metodou dle Klauditze)
Princip:
C6H10O5 + 4 K2Cr2O7 + 16 H2SO4 → 6 CO2 + 6 K2SO4 + 4 Cr2(SO4)3 + 21 H2O
Pomůcky:
Erlenmayerova baňka 100 ml (4x), odměrný válec 5 ml, 10 ml (2x), 50 ml, 100 ml, lžička,
odměrná baňka 100 ml (4x), pipeta 5 ml, 20 ml, odsávačka, frita S1 (2x), kádinka 600 ml,
vařič, titrační baňka 250 ml (2x), nálevka střední (2x).
Chemikálie:
96% H2SO4 p.a., 17,5 % NaOH, 0,2 M Na2S2O3, 1 M K2Cr2O7 – pozor toxická látka!!
Pracovní postup:
1. Do 75 ml Erlenmayerovy baňky navažte na analytických vahách 3,0 g celulózy.
2. Přidejte 40 ml 17,5 % NaOH o teplotě 20 ± 0,2o
C
3. Intensivně třepejte v ruce až se obsah baňky rozvlákní a zhomogenizuje (cca 10 minut).
4. Nechte stát 15 minut při teplotě 20 °C, poté řádně ručně protřepeme (cca 1 minutu) a nechte
stát dalších 15 minut při teplotě 20 °C. Důkladně promíchejte lžičkou (1 minutu) a
filtrujeme přes filtrační kelímek za odsávání.
5. Filtrační koláč promyjte 50 ml vody o teplotě 20 °C.
6. Filtrační roztok s promývací vodou nalijte do odměrné baňky (100 ml) a doplňte
destilovanou vodou.
7. Odpipetujte 1 ml filtrátu do 50 ml Erlenmayerovy baňky, přidejte 2 ml 1 M K2Cr2O7 a 2 ml
koncentrované H2SO4.
8. Povařte 1 minutu (varný kamínek!).
9. Erlenmayerovu baňku ochlaďte pod tekoucí vodou.
10. Obsah baňky přelijte do 25 ml odměrné baňky, doplňte destilovanou vodou po rysku,
promíchejte.
11. Do titrační baňky napipetujte 25 ml roztoku, přidejte 100 ml vody a 10 ml 5% KI. Ve tmě
nechte stát 5 min.
12. Titrujte 0,1 M Na2S2O3 do žlutého zabarvení roztoku, poté přidejte 5 ml škrobového mazu a
dotitrujte do modrého (až černého) zabarvení.
Vyhodnocení:
Obsah α–celulosy (ACKlauditz) v % se vypočte ze vztahu:
RS100 −=KlauditzAC
RS je zjištěné procento rozpuštěné celulózy.
100z
000675,0
2
1
n
NV
RS =
kde je V1 = spotřeba 0,1 M Na2S2O3 při titraci v ml,
n2 = navážka celulózy na stanovení v g,
z = zředění (100)
M = molarita roztoku Na2S2O3,
0,000675… přepočítávací faktor na celulózu
Závěr:
Obsah α–celulosy vyjádřete jako aritmetický průměr ze tří titrací.
G. STANOVENÍ PODÍLU HOLOCELULOSY VE DŘEVĚ (metoda podle Wise)
Pomůcky:
Erlenmayerova baňka 250 ml, nálevka, elektromagnetická míchačka, pipety, navažovací
lodička, Büchnerova nálevka, odměrný válec 25 ml a 100 ml, Petriho miska, kádinky,
lžička, odsávačka, exsikátor
17
Chemikálie a materiál:
dřevěné piliny, ledová CH3COOH, NaClO4
Pracovní postup:
1. Do Erlenmayerovy baňky navažte na analytických vahách asi 1,5 g dřevěných pilin.
2. K pilinám přidejte magnetické míchadlo, 160 ml vroucí vody, 2,5 ml ledové kyseliny octové
a 2,5 g NaClO4.
3. Baňku vložte do vroucí vodní lázně a za stálého míchání zahřívejte 40 minut.
4. Po 40 min znovu přidejte 2,5 ml ledové kyseliny octové a 2,5 g NaClO4 a zahřívejte dalších
40 min.
5. Po dalších 40 min ještě jednou přidejte 2,5 ml ledové kyseliny octové a 2,5 g NaClO4 a
zahřívejte dalších 40 min.
6. Po ukončení delignifikace obsah baňky ochlaďte proudem tekoucí studené vody.
7. Směs filtrujte přes předem zvážený filtrační papír (analytické váhy) na Büchnerově nálevce.
Filtrační koláč promyjte 2x 50 ml studené vody a pak 20 ml acetonu
8. Filtrační koláč izolované holocelulózy sušte na Petriho misce v sušárně vyhřáté na 105 °C
do konstantní hmotnosti.
Vyhodnocení a závěr:
Stanovte obsah holocelulózy ve dřevě dle vztahu:
(%)100
n
V
H =
(%)fHHS =
100
100
v
f
−
=
kde je H = obsah holocelulózy ve dřevě v %
HS = obsah holocelulózy ve dřevě v % přepočtený na sušinu dřeva
V = hmotnost vláknitého materiálu (holocelulózy) na filtračním kelímku v g
n = navážka vzorku dřeva v g
f = přepočítávací faktor na sušinu
v = vlhkost dřeva v %
Jako výsledek uveďte obsah holocelulózy ve dřevě a v sušině dřeva.
H. STANOVENÍ LIGNINU VE DŘEVĚ (metoda podle Komarova)
Pomůcky:
váženka, nálevka, lžička, odměrný válec 25 ml a 250 ml, kádinka 100 ml, sušárna,
analytické váhy, exsikátor, frita, varná baňka 500 ml, topné hnízdo 500, zpětný chladič,
vařič, tyčinka, hodinové sklo
Chemikálie:
72% H2SO4, dřevěné piliny vysušené při 105 °C (z předešlé úlohy)
Pracovní postup:
1. Na analytických vahách navažte do kádinky 1 g suchých dřevěných pilin.
2. Přidejte 15 ml 72% H2SO4, přikryjte hodinovým sklem a na 2 hodiny umístěte na vodní
lázeň vytemperovanou na 25 °C. Vzorek pravidelně promíchávejte.
3. Poté směs opatrně přelijte do 500 ml varné baňky se 150 ml vody a vařte pod zpětným
chladičem 1 hodinu.
18
4. Lignin ve formě tmavohnědého prášku nechte usadit na dně baňky a filtrujte přes předem
zváženou fritu. Filtrační koláč promyjte 50 ml horké vody.
5. Fritu s izolovaným ligninem sušte v sušárně při teplotě 105 °C do konstantní hmotnosti
Výpočet:
Obsah ligninu ve dřevě lze stanovit dle vzorce:
(%)100
n
V
L L
=
kde L = obsah ligninu ve dřevě v %,
VL = hmotnost ligninu na filtračním kelímku v g,
n = navážka vzorku dřevěných pilin v g.
Závěr:
Uveďte vypočtený obsah ligninu ve vzorku. Na základě tabulky v teoretické části odhadněte,
zda piliny pocházely z listnatého či jehličnatého stromu.
I. SIMULACE VÝROBY PERGAMENOVÉHO PAPÍRU
Pomůcky:
kádinky 600 ml (2x), pinzeta, filtrační papír
Chemikálie:
96% H2SO4, NH3
Pracovní postup:
1. Ve skleněné vaně (velké kádince) opatrně smíchejte 30 ml 96% H2SO4 s 15 ml ledové
destilované vody. Připravený roztok chlaďte v ledové lázni na cca 5 °C.
2. Z filtračního papíru vystřihněte dva stejně velké díly.
3. První díl ponořte pomocí pinzety do chladného roztoku H2SO4 a ihned po vyjmutí jej vložte
do kádinky s destilovanou vodou a 10 kapkami NH3. Papír nechte alespoň 5 min propírat a
poté nechte usušit na hladkém povrchu.
Závěr:
Srovnejte vlastnosti papíru ponořeného a neponořeného do H2SO4 (mechanickou pevnost,
pružnost, smáčivost).
19
BÍLKOVINY A AMINOKYSELINY
Bílkoviny, odborně proteiny, jsou základem všech známých organismů, kde plní funkce
stavební (kolagen, keratin, elastin), transportní (hemoglobin), katalytické (enzymy, hormony),
ochranné a obranné (imunoglobin, fibrin, fibrinogen), pohybové (aktin, myosin). Základní stavební
částicí bílkovin jsou aminokyseliny. Některé aminokyseliny je schopné tělo vyrábět samo, jiné musí
přijímat v potravě (tzv. esenciální aminokyseliny). V bílkovinách jsou aminokyseliny vzájemně
vázány aminoskupinami –NH2 a karboxylovými skupinami –COOH amidovou vazbou –NH–CO–,
která se nazývá peptidová vazba.
Rozlišujeme primární, sekundární, terciární a u některých složitějších proteinů ještě
kvartérní strukturu bílkovinových řetězců.
Primární struktura – pořadí aminokyselin v řetězci proteinu označujeme jako primární
strukturu. Primární struktura udává chemické vlastnosti bílkoviny.
Sekundární struktura – je geometrické uspořádání polypeptidového řetězce mezi několika
po sobě jdoucími aminokyselinami. Primární struktury jsou uspořádány do tzv. alfa šroubovice (αhelix),
skládaného listu (β-sheet), neuspořádaných struktura (random coil).
Terciární struktura – pojmem se označuje trojrozměrné uspořádání celého peptidového
řetězce. Je tvořena střídáním sekundárních struktur. Podle tvaru a vlastností rozlišujeme strukturu
ve vodě rozpustnou globulární s tvarem klubka a fibrilární (myosin) vláknitou ve vodě
nerozpustnou. Celá struktura je stabilizována kovalentními vazbami.
Kvartérní struktura – řeší prostorové uspořádání bílkovin. Takovéto uspořádání vykazují
jen složitější komplexy bílkovin.
Obrázek 7: struktura bílkovin – A) primární; B) sekundární; C) terciární; D) kvarterní
20
Úloha č. 3: DŮKAZ BÍLKOVIN/AMINOKYSELIN
Biuretová reakce
Biuretová reakce je reakce, při níž se dokazuje bílkovina pomocí směsi roztoků hydroxidu
sodného NaOH a síran měďnatého CuSO4. Bílkovina se při důkazu zbarví modrofialově.
Biuretovou reakcí dokážeme peptidové vazby, kterými se navzájem váží aminokyseliny. Ty tvoří v
alkalickém prostředí se solemi mědi charakteristicky barevný komplex - biuret.
Xanthoproteinová reakce
Bílkovina poskytující pozitivní odezvu na xantoproteinovou reakci musí mít aromatické
jádro, jako mají např. tyrosin nebo tryptofan. Xanthoproteinová reakce je nitrací, zde je uveden
nitrace tyrosinu.
Pomůcky:
Erlenmayerova baňka 100 ml se zátkou, filtrační papír, skleněná tyčinka, kádinka,
zkumavky, vata, nálevka, kahan, kleště
Chemikálie:
0,1M NaOH, 0,05M CuSO4 . 5H2O, konc. HNO3
Vzorek:
vaječný bílek
Pracovní postup:
1. 1 díl vaječného bílku zřeďte 2 díly vody a důkladně promíchejte. Filtrujte přes smotek vaty
v nálevce.
2. Filtrát rozdělte do dvou zkumavek. Složení obsahu zkumavek je následující:
a. První zkumavka: K 1 ml bílkového filtrátu přidejte 1 ml 0,1M NaOH a 1 ml 0,05M
CuSO4 . 5H2O. Vzniká typické modrofialové zbarvení pro biuretovu reakci.
b. Druhá zkumavka: ke 2 ml bílkového filtrátu přidejte 1 ml HNO3 a opatrně zahřívejte
na vodní lázni do vzniku sraženiny. K sraženině opatrně přidejte zrnko NaOH, kdy
nejprve dochází k neutralizační reakci mezi HNO3 a NaOH, při nadbytku NaOH
pozorujte vznik oranžového xantoproteinu.
Závěr:
Do protokolu uveďte pozorování.
21
Úloha č. 4: KYSELÁ HYDROLÝZA BÍLKOVIN (denaturace kolagenu na klíh)
Kolagen je složitá bílkovina, tvořící cca. 25 – 30 % hmotnosti kostí a cca. 36 % hmotnosti
kůží. Kosti a kůže jsou tedy hlavní suroviny pro výrobu klihů a želatin, což jsou v obou případech
denaturovaný kolagen. Želatina má více zachovánu molekulovou hmotnost a vyšší čistotu, kdežto
klíh má více odbouranou molekulovou hmotnost (tzn. nižší Mw) a nižší čistotu.
V obou případech je prvním krokem výroby vyluhování mírně denaturovaného kolagenu
z kostí či kůží v mírně alkalickém prostředí (pH cca. 10) na tzv. glutinový roztok.
Protože je tento technologický krok časově náročný, vyjdeme z průmyslově vyrobeného
kolagenu.
Pomůcky:
varná baňka 250 ml, zpětný chladič, míchadlo, pipeta, odměrný válec 100 ml, olejová lázeň
s regulací teploty lázně, Petriho misky, univerzální indikátorový papírek
Vzorky:
průmyslově vyrobený kolagen
Chemikálie:
Koncentrovaná H2SO4, 2 M NaOH, 2 M H2SO4
Pracovní postup:
1. Ve varné baňce připravte suspenzi 5 g průmyslového kolagenu ve 150 ml vody.
2. K suspenzi přidejte 5 kapek koncentrované H2SO4.
3. Za stálého míchání zahřívejte 30 min.
4. Obsah v baňce nechte vychladnout na laboratorní teplotu a zneutralizujte 2 M NaOH,
kontrolujte indikátorovým pH papírkem.
5. Do Petriho misky odeberte 10 ml vychladlého vzorku.
6. Vznikne tzv. klihová galerta, podobná rosolu.
7. Pokud rosol nevznikne, vložte roztok do rotační vakuové odparky a zakoncentrujte.
8. Po zmenšení objemu o cca. třetinu zkuste znovu vytvořit tzv. klihovou galertu.
9. Postup opakujte s tím rozdílem, že místo H2SO4 přidejte 10 ml 2 M NaOH a po reakci
neutralizujte 2 M H2SO4.
Závěr: Pomocí skleněné tyčinky ověřte viskozitu produktu.
22
Úloha č. 5: STANOVENÍ AMINOKYSELIN / BÍLKOVIN
A. STANOVENÍ VOLNÝCH AMINOKYSELIN
Pomůcky:
spektrofotometr, dělené pipety 1 ml a 5 ml, vařič, kádinka 500 ml, zkumavka se zátkou
(10x), nálevka malá (10x), odměrná baňka
Chemikálie:
96 % ethanol, fosfátový tlumivý roztok (pH = 7,2), roztok ninhydrinu, roztok komplexonu
III, roztok alaninu
Roztok ninhydrinu (čerstvě připravený): do 50 ml odměrné baňky navažte 0,2 g ninhydrinu,
rozpusťte ve 30 ml ethanolu, přikápněte 0,4 ml CH3COOH a doplňte po rysku ethanolem.
Roztok alaninu: na analytických vahách navažte 1,5 g alaninu (zaznamenejte přesnou
navážku). Navážku kvantitativně převeďte do 250 ml odměrné baňky, rozpusťte
v destilované vodě, doplňte po rysku a promíchejte.
Vzorek:
džus Toma Relax pomeranč (deklarovaný obsah bílkovin cca 0,6%)
Pracovní postup:
1. Kalibrační křivka alaninu:
a. Do 6 zkumavek se zátkou pipetujte 2 – 3 – 4 – 5 – 6 – 7 ml roztoku alaninu a doplňte
destilovanou vodou vždy na objem 8 ml.
b. Přidejte 3 ml fosfátového tlumivého roztoku a 1 ml ninhydrinového činidla do každé
zkumavky.
c. Obsah zkumavek promíchejte, do hrdla zkumavek vložte malé nálevky a všechny
zkumavky ponořte na 10 min do vroucí vodní lázně.
d. Zkumavky opatrně vyjměte a ochlaďte ponořením do kádinky s ledovou vodou.
e. Do každého vzorku přidejte 0,1 ml roztoku komplexonu III, 5 ml ethanolu a dobře
promíchejte.
f. Do 100 ml odměrných baněk z každé zkumavky postupně odeberte pipetou 1,0 ml
temně modře zabarveného vzorku a destilovanou vodou doplňte po rysku.
g. Změřte absorbanci na spektrofotometru při vlnové délce 570 nm oproti slepému
vzorku.
2. Vzorek:
a. Do zkumavky odpipetujte 3 ml džusu a 5 ml destilované vody, přidejte 3 ml
fosfátového tlumivého roztoku a 1 ml ninhydrinového roztoku, promíchejte.
b. Do hrdla zkumavky vložte malou nálevku a celou zkumavku ponořte na 10 min do
vroucí vodní lázně. Obsah zkumavky ochlaďte v lázni s ledovou vodou.
c. Ke vzorku přidejte 0,1 ml roztoku komplexonu III a 5 ml ethanolu. Dobře
promíchejte.
d. Do 100 ml odměrné baňky odeberte 1 ml vzorku a destilovanou vodou doplňte po
rysku.
e. Změřte absorbanci na spektrofotometru při vlnové délce 570 nm oproti slepému
pokusu.
3. Slepý pokus:
a. Přípravu slepého vzorku proveďte stejně jako přípravu vzorku reálného, pouze
v bodě 1, místo 3 ml džusu a 5 ml destilované vody, pipetujte do zkumavky pouze 8
ml destilované vody.
Vyhodnocení a závěr:
Obsah aminokyselin (mg.l-1
) ve vzorku vypočtěte podle vztahu:
1000
V
rm
w a
N =
23
kde ma = množství alaninu odečtené z kalibrační křivky v mg,
r = stupeň zředění,
V = objem vzorku pipetovaný na stanovení v ml.
Jako výsledek uveďte graf závislosti absorbance na koncentraci alaninu při vlnové délce 570
nm (kalibrační křivku) s vyznačeným bodem odpovídajícím naměřené hodnotě reálného
vzorku. Uveďte, kolik mg aminokyselin je přítomno v 1 l džusu, porovnejte s hodnotou na
obalu výrobku.
B. STANOVENÍ AKTIVNÍ KYSELOSTI MLÉČNÝCH VÝROBKŮ
Pomůcky:
pH-metr, kádinka 50 ml (3x), Erlenmayerova baňka 100 ml (3x) se zátkou
Použitý vzorek:
mléko OLMA, smetana ke šlehání Kunín, acidofilní mléko, měkký tvaroh, sýr Lučina aj.
Pracovní postup:
Stanovení proveďte 3x u dvou vybraných vzorků.
1. Kapalný vzorek nalijte do 50 ml kádinky. Z pevného vzorku odvažte 10 g, přidejte 30 ml
destilované vody a zhomogenizujte třepáním.
2. Elektrodu pH-metru ponořte do analyzovaného vzorku.
3. Po ustálení odečtěte hodnotu pH na stupnici přístroje.
Vyhodnocení a závěr:
Jako výsledek uveďte aritmetický průměr hodnot aktivní kyselosti obou vzorků. Na základě
srovnání změřených hodnot s hodnotami z tabulky určete charakteristiku mléčného výrobku.
Tabulka hodnot pH vybraných mléčných výrobků.
Hodnota pH Charakteristika výrobku
6,5 – 6,7 Mléko sladké
6,3 – 6,4 Mléko nakyslé
5,4 – 6,2 Mléko kyselé
6,8 – 7,1
Mléko pravděpodobně ředěné vodou či s přídavkem alkálií, nebo mléko
od nemocných dojnic, či mléko staré s proteolytickým rozkladem
4,6 Vysrážení kaseinu z mléka (isoelektrický bod)
5,1 Smetana k výrobě zakysaného másla
6,3 Smetana k výrobě částečně zakysaného másla
5,2 Mezní hodnota při zakysání jogurtů
C. STANOVENÍ KYSELOSTI KASEINU
Kyselost kaseinu lze vyjádřit jako počet mililitrů odměrného roztoku 0,1M NaOH
potřebného na neutralizaci kyselých složek v 1 g kaseinu.
Pomůcky:
Erlenmayerova baňka 250 ml, odměrný válec 25 a 100 ml, nálevka střední (2x), magnetické
míchadlo s vyhříváním, teploměr s rozsahem do 100 °
C.
Chemikálie:
0,15M NaOH, 1% roztok fenolftaleinu, 0,1M HCl (připravený titrační roztok)
Pracovní postup:
1. Na analytických vahách navažte 1 g kaseinu a vsypte jej do 250 ml Erlenmayerovy baňky.
2. Přidejte 25 ml 0,15M roztoku NaOH. Mírně zahřívejte (40 °C) do úplného rozpuštění.
3. Po rozpuštění přidejte pár kapek 1% fenolftaleinu a titrujte 0,15M HCl do odbarvení.
Vyhodnocení a závěr:
Stanovení proveďte třikrát a výsledek uveďte jako aritmetický průměr získaných hodnot.
Poznámka: Kasein vyrobený z mléka má kyselost v rozmezí 8,8 – 13 ml 0,1 mol.l-1
NaOH;
kasein v sýru má kyselost 1,6 – 2,8.
24
D. STANOVENÍ OBSAHU TUKU V KASEINU
Pomůcky:
odměrný válec 10 a 100 ml, nálevka střední (2x), Erlenmayerova baňka 50 ml, kádinka 100
ml (2x), dělička 150 ml (2x), varná baňka 250 ml, teploměr s rozsahem do 100 °C, vařič
Chemikálie:
37% HCl, 96% ethanol, petrolether
Pracovní postup:
1. Do Erlenmayerovy baňky navažte 3 g kaseinu a přidejte 15 ml HCl a přikryjte zátkou.
2. Na vodní lázni směs zahřívejte na 40 °C do rozpuštění kaseinu.
3. Po úplném rozpuštění roztok zchlaďte a přilijte 10 ml horké vody.
4. Přelijte do dělicí baňky.
5. Erlenmayerovu baňku vypláchněte 40 ml ethanolu a obsah přelijte do dělicí baňky a znovu
vypláchněte petroletherem (50 ml), který také přilijte do dělicí baňky.
6. Obsah dělicí baňky důkladně protřepejte (pozor na natlakování aparatury). Spodní vrstvu
vypusťte do 250 ml kádinky. Horní vrstvu nalijte do předem zvážené 250 ml varné baňky s
varnými kamínky.
7. Spodní vrstvu vraťte zpět do dělicí baňky a přilijte 20 ml petroletheru a 10 ml ethanolu.
Protřepejte a petroletherovou vrstvu přidejte do varné baňky.
8. Petrolether odpařte na vodní lázni. Zbytek petroletheru dosušte v sušárně na chemikálie při
80 °C.
9. Po vychladnutí baňky v exsikátoru ji zvažte.
Vyhodnocení a závěr:
Stanovte obsah tuku v kaseinu v hmotnostních % dle vztahu:
100kaseinutuk v
ramechukaseinuvgvážkyvzorkhmotnostna
hukuvgramecolovanéhothmotnostiz
=
Uveďte stanovené množství tuku v kaseinu (hmotnostně i procentuálně).
E. STANOVENÍ POPELA V KASEINU
Pomůcky:
muflová pec s nastavitelnou teplotou, analytické váhy, exsikátor, žíhací kelímek (2x), lžička
Chemikálie:
kasein
Pracovní postup:
1. Na analytických vahách zvažte přežíhaný a vychladlý kelímek.
2. Na analytických vahách navažte přibližně 1,5 g kaseinu.
3. Kelímek se vzorkem opatrně spalte nad plynovým kahanem a poté žíhejte v muflové peci 30
minut při 500 °C.
4. Nechte alespoň 5 min vychladnout na kovové síťce.
5. Kelímek přemístěte do exsikátoru, kde jej ponechejte zchladnout na pokojovou teplotu.
Kelímek následně zvažte.
6. Žíhání a vážení opakujte do konstantní hmotnosti popela (rozmezí 0,2 mg).
Vyhodnocení a závěr:
Stanovte obsah popela v kaseinu v hmotnostních % dle vztahu:
100
vgramechrkukaseinunavážkavzo
chpelavgramehmotnostpo
aobsahpopel =
Uveďte obsah popela a srovnejte s hodnotou obsahu popela kaseinu uváděnou v literatuře4
.
4
Kvalitní kasein má mít obsah popela 2 %.
25
F. ORIENTAČNÍ STANOVENÍ VISKOSITY KASEINU
Pomůcky:
odměrný válec 5 a 50 ml, nálevka, kádinky, teploměr s rozsahem do 100 °
C, skleněná
tyčinka, stopky, byrety
Chemikálie:
kasein, 27% NH3
Pracovní postup:
Pracujte v digestoři!!
1. Do 150 ml kádinek navažte 2, 4, 6, 8 a 10 g kaseinu (s přesností na 0,1 g), přidejte 20 ml
vody a 2 ml NH3.
2. Směsi za neustálého míchání skleněnou tyčinkou zahřívejte ve vodní lázni na teplotu 60 °C
do úplného rozpuštění kaseinu.
3. Připravte si 5 byret, do nichž nalijte ještě teplý kaseinový roztok. Pracujte rychle (všechny
roztoky by měly být přibližně stejně teplé).
4. Pomocí stopek stanovte časy, než vyteče vždy 10 ml kaseinového roztoku.
5. Zbytky kaseinového roztoku vylijte z byret, ochlaďte na 30 °C a senzoricky vyhodnoťte za
pomoci skleněné tyčinky (sledujte především viskozitu).
Vyhodnocení a závěr:
Jako výsledek uveďte graf závislosti koncentrace kaseinového roztoku rychlosti vytékání
z byrety. Popište vzhled a chování jednotlivých zchladlých roztoků kaseinu.
G. STANOVENÍ BÍLKOVIN V MLÉCE (Pyneho metoda)
Pomůcky:
titrační baňka (3x), dělená pipeta 1 ml, odměrný válec 5, 10 a 50 ml, pH-papírky, filtrační
papír, byreta
Chemikálie:
1% ethanolický roztok fenolftaleinu, nasycený roztok C2K2O4 . H2O, 0,143M NaOH,
zneutralizovaný formaldehyd, 0,0025% roztok fuchsinu, mléko
Pracovní postup:
1. Do titrační baňky pomocí odměrného válce nalijte 50 ml mléka, přikápněte 0,5 ml roztoku
fenolftaleinu a 2 ml C2K2O4 . H2O. Obsah baňky promíchejte a nechte 2 minuty odstát.
2. Roztok v baňce zneutralizujte 0,143M NaOH (kontrolujte pH papírkem) a přidejte 10 ml
zneutralizovaného formaldehydu. Obsah baňky promíchejte a nechte opět 2 minuty odstát.
3. Odbarvený roztok titrujte 0,143M NaOH do barvy srovnávacího roztoku.
4. Srovnávací roztok připravte do druhé titrační baňky. K 50 ml mléka přidejte 3 ml roztoku
fuchsinu a promíchejte.
5. Stanovení proveďte třikrát.
Vyhodnocení a závěr:
Procentuální obsah bílkovin v mléce lze stanovit přepočítávacím koeficientem (0,348) na
základě zjištěné titrační spotřeby NaOH:
% bílkovin = (objem 0,143M NaOH při neutralizaci v ml) . 0,348
Jako výsledek uveďte procentuální obsah bílkovin ve vzorku vypočítaný jako aritmetický
průměr ze tří titrací.
H. STANOVENÍ BÍLKOVIN V MLÉCE (metoda dle Schulze)
Pomůcky:
26
titrační baňka (3x), dělená pipeta 1 ml, odměrný válec 5, 10 a 50 ml, magnetické míchadlo,
pH-papírky, filtrační papír
Chemikálie:
1% ethanolický roztok fenolftaleinu, nasycený roztok C2K2O4 . H2O, 0,143M NaOH,
zneutralizovaný formaldehyd, 5% roztok CoSO4, mléko
Pracovní postup:
1. Do titrační baňky pomocí odměrného válce nalijte 25 ml mléka, přikápněte 0,5 ml roztoku
fenolftaleinu a 1 ml C2K2O4 . H2O. Obsah baňky promíchejte a nechte 2 minuty odstát.
2. Roztok v baňce zneutralizujte 0,143M NaOH a přidejte 5 ml zneutralizovaného
formaldehydu. Obsah baňky promíchejte a nechte opět 2 minuty odstát.
3. Odbarvený roztok titrujte 0,143M NaOH do barvy srovnávacího roztoku.
4. Srovnávací roztok připravte do druhé titrační baňky. K 25 ml mléka přidejte 1 ml roztoku
šťavelanu draselného a 0,5 ml roztoku CoSO4, promíchejte.
5. Stanovení proveďte třikrát.
Vyhodnocení a závěr:
Spotřeba 0,143M NaOH při stanovení bílkovin metodou dle Schulzeho udává tzv.
bílkovinný titr, tedy přímo procentuální zastoupení bílkovin ve vzorku mléka.
Jako výsledek uveďte objemová procenta zastoupení bílkovin v mléce. Srovnejte výsledek
s výsledkem získaným ze stanovení bílkovin dle Pyneho.
27
Úloha č. 6: VÝROBA GALALITU Z KASEINU
Pomůcky:
kádinky 100, 150 a 2 x 600 ml, Petriho miska, sítko, plátěný kapesník, lžička, rukavice
Chemikálie:
mléko, komerční kasein, ocet, formaldehyd
Pracovní postup:
1. Odměřte v kádince 100 ml octa a 150 ml mléka, obě kapaliny slijte a důkladně promíchejte,
až dojde k důkladnému sražení.
2. Vzniklou sraženiny v rukavicích přefiltrujte přes plátěný kapesník, vytlačte všechnu možnou
kapalinu.
3. Hmotu rozdělte na tři díly.
4. Jednu třetinu vláčné hmoty přidejte do 1% roztoku formaldehydu a 5 minut povařte. Pomocí
rukavic přefiltrujte přes sítko s plátěným kapesníkem. Z hmoty na plátně vytvarujte knoflík
a nechte vyschnout do dalšího cvičení.
5. Z druhé a třetí třetiny vytvarujte rovnou knoflík.
6. Druhou třetinu položte do roztoku formaldehydu a nechte vytvrzovat v uzavřené Petriho
misce do dalšího cvičení.
7. Třetí knoflík nechte vyschnout pouze za laboratorní teploty.
Vyhodnocení a závěr:
Vzájemně porovnejte vzhled a tvrdost materiálu.
28
TUKY, OLEJE, VOSKY
Kapitola „Tuky, oleje a vosky“ je do cvičení zařazena proto, že tyto materiály hrají
významnou úlohu v oblasti chemie restaurování a konzervování, podléhají vlivu kyslíku, teploty a
UV záření, což katalyzuje polymerační proces, tzv. vysychání.
Tuky (lipidy) jsou estery vyšších mastných karboxylových kyselin a trojsytného alkoholu
(glycerolu). Nejčastějšími mastnými kyselinami v molekule tuku jsou kyselina olejová, linolová,
palmitová, stearová a myristová. Podle skupenství rozlišujeme pevné tuky, u nichž převažují
zejména nasycené mastné kyseliny, a oleje, jejichž skupenství je kapalné a které obsahují větší
množství nenasycených mastných kyselin. Dalším základním dělením je dělení na tuky rostlinné a
tuky živočišné. Vlivem vlhkosti a katalytické reakce (enzym lipáza) dochází k zmýdelňování tuků.
Oxidací vícenásobně nenasycených mastných kyselin a jejich následnou polymerací dochází ke
vzniku tvrdého filmu, tzv. vysychání olejů. Dvojné vazby nenasycených mastných kyselin mohou
podléhat hydrogenační reakci, tzv. ztužování.
Jako oleje bývají označovány kapalné tuky. Oleje se nerozpouštějí ve vodě a mají menší
hustotu než voda. Potravinářské, jedlé oleje jsou rostlinné kapalné triacylglyceroly. Mohou mít
jednu nebo více nenasycených vazeb. Čím více je v řetězci násobných vazeb, tím je olej tekutější.
Technické oleje jsou nejčastěji založeny na použití minerálních olejů, tedy směsí uhlovodíků z ropy
či silikonových olejů.
Vosky jsou estery vyšších mastných kyselin, nejčastěji kyseliny palmitová, stearová, laurová
a myristová, a vyšších jednosytných alkoholů. Přirozeně se vyskytují v přírodě jak u rostlin, tak
u živočichů. Vosky jsou odolné vůči hydrolýze a nepodléhají enzymatickému rozkladu. Vosky
přírodního původu kromě výše zmíněných látek obsahují spoustu příměsí dalších látek
(volné karboxylové kyseliny, alkoholy, steroly atd.). Vosky jsou tuhé, ve vodě nerozpustné látky
odolné vůči oxidaci a hydrolýze. Mezi nejznámnější vosky patří včelí vosk, lanolín, vorvaňovina,
karnaubský vosk atd.
Obrázek 8: Obecný vzorec olejů a tuků
29
Úloha č. 7: TUKOVÉ CHARAKTERISTIKY
A. PEROXIDOVÉ ČÍSLO
Přístroje a pomůcky:
250 ml Erlenmayerova baňka + zátka (3x), odměrný válec 5 a 50 ml, pipeta 1 ml, lžička,
nálevka, odměrná baňka 100 ml se zátkou, kádinka 10 ml, vařič, teploměr.
Chemikálie a roztoky:
chloroform, CH3COOH, roztok KI – 5 g KI se rozpustí v 5 ml vody (připravuje se čerstvý),
indikátor škrobový maz (zásobní roztok), odměrný titrační roztok thiosíranu sodného,
c(Na2S2O3) = 0,002 mol.l-1
Použitý vzorek:
máslo, margarin, pokrmový tuk, sádlo…
Pracovní postup:
Stanovení se provede 2x u stejného vzorku.
1. Do 100 ml odměrné baňky připravte 75 ml směsi chloroformu a CH3COOH v poměru
1 : 1,5
2. Do Erlenmayerovy baňky navažte cca 8 g vzorku s přesností na 0,0001 g.
3. Přilejte 25 ml směsi chloroform – CH3COOH a opatrně (na vařiči nastavte nízký stupeň
topného výkonu) zahřejte na teplotu maximálně 40 °
C a zahřívejte při této teplotě, až dojde
k rozpuštění vzorku.
4. Přidejte (pipetou) 1,0 ml roztoku KI, baňku zazátkujte, mírně promíchejte a uložte na tmavé
místo na 20 minut.
5. Přidejte 50 ml destilované vody a promíchejte.
6. Přidejte 5 ml škrobového mazu a promíchejte.
7. Obsah baňky titrujte za míchání odměrným roztokem 0,002M Na2S2O3 do odbarvení vrchní
(vodné) vrstvy. Pokud je spodní vrstva fialová, baňka se uzavře a v tukové vrstvě přítomný
jód se protřepáním uvolní do vodné vrstvy. Tato vrstva se poté ještě podle potřeby titruje do
trvalého odbarvení.
8. Slepý pokus: Proveďte stejným způsobem jako stanovení vzorku s tím, že se vynechá
zkušební vzorek. Směs se nezahřívá, po přidání KI se pouze uloží do tmy.
Vyhodnocení:
Peroxidové číslo (PČ) vyjádřené v μg kyslíku na 1 g tuku se vypočte podle vztahu:
( ) 10008fc
n
ba
PČ
−
=
kde je a = spotřeba odm. roztoku Na2S2O3 (c = 0,002 mol.l-1
) na vlastní stanovení
v ml,
b = spotřeba odm. roztoku Na2S2O3 (c = 0,002 mol.l-1
) na slepý pokus v ml,
c = koncentrace odměrného roztoku Na2S2O3 v mol.l-1
,
f = faktor odměrného roztoku Na2S2O3,
n = navážka zkušebního vzorku v g.
Závěr:
Peroxidové číslo se vyjádří aritmetickým průměrem ze dvou souběžných stanovení.
Do protokolu se také uvede popis použitého vzorku na stanovení.
B. JODOVÉ ČÍSLO
Přístroje a pomůcky:
vařič, odměrný válec 25 a 100 ml, kádinka 150 ml, Erlenmayerova baňka 300 ml se zátkou
(3x), lžička, nálevka, pipeta 1 ml
Chemikálie a roztoky:
chloroform, zásobní roztoky: 0,1 mol.l-1
roztok jódmonobromidu IBr (Hanušovo činidlo), 20
% roztok KI, indikátor škrobový maz, roztok thiosíranu sodného, c(Na2S2O3) = 0,2M
30
Vzorek:
máslo, margarin, pokrmový tuk, sádlo, …
Pracovní postup:
Stanovení proveďte 3x u stejného vzorku.
1. Do Erlenmayerovy baňky navažte s přesností na 0,0001 g 1 g zkušebního vzorku.
2. Přidejte 25 ml chloroformu a nechte rozpustit; rozpouštění lze urychlit mírným zahřátím).
3. Přidejte 25 ml roztoku IBr, baňku uzavřete, obsahem promíchejte a baňku uložte do tmy na
1 hodinu
4. Poté přidejte 20 ml roztoku KI a 100 ml vody.
5. Obsah baňky titrujte za stálého míchání 0,2M odměrným roztokem thiosíranu sodného do
oranžového (oranžovo-žlutého) zabarvení.
6. Přidáme 1 ml škrobového mazu a titrujte až do odbarvení.
Slepý pokus: Proveďte stejným způsobem jako u vzorku s tím, že se vynechá zkušební vzorek.
Vyhodnocení:
Jodové číslo (JČ) je dáno vztahem:
( )
n
fba
JČ
692,12c−
=
Kde: a = spotřeba odměrného. roztoku Na2S2O3 na slepý pokus v ml
b = spotřeba odměrného roztoku Na2S2O3 na vlastní stanovení v ml
f = faktor odměrného roztoku Na2S2O3
c = koncentrace odměrného roztoku Na2S2O3
n = navážka zkušebního vzorku v g.
Závěr:
Jodové číslo se vyjádří aritmetickým průměrem ze dvou souběžných stanovení.
Do protokolu se také uvede popis použitého vzorku na stanovení.
C. ČÍSLO KYSELOSTI
Pomůcky:
vařič, kovová špachtle, odměrný válec 50 ml, kádinka 150 a 250 ml Erlenmayerova baňka
(2x), lžička, nálevka
Chemikálie:
96% ethanol, 3% ethanolický roztok KOH, 0,1M ethanolický roztok KOH, chloroform, 1%
ethanolický roztok fenolftaleinu
Vzorek:
sádlo, rostlinný olej, máslo, …
Pracovní postup:
Stanovení proveďte 3x u stejného vzorku.
1. Na analytických vahách odvažte 20 g vzorku a kvantitativně převeďte do 250 ml
Erlenmayerovy baňky.
2. V kádince slijte 50 ml ethanolu a 50 ml chloroformu. Směsný roztok neutralizujte na
fenolftalein do slabě růžového zabarvení pomocí 3 % ethanolického roztoku KOH.
3. Zneutralizovaný roztok vlijte ke vzorku a obsah baňky v digestoři opatrně zahřejte k varu.
4. Přidejte 5 kapek fenolftaleinového roztoku a titrujte ještě za horka 0,1M ethanolickým
roztokem KOH do růžovofialového zabarvení trvajícího nejméně 30s.
5. Stanovení proveďte třikrát.
Vyhodnocení a závěr:
Číslo kyselosti (ČK) lze stanovit jako hmotnost KOH (v mg) potřebného k neutralizaci 1 g
vzorku.
n
Mca
ČK =
Kde: a = spotřeba odměrného roztoku 0,1M KOH v ml,
c = koncentrace odměrného roztoku KOH (c = 0,1 mol.l-1
),
31
M = molární hmotnost KOH v g.mol-1
,
n = navážka vzorku v g.
Kyselost tuku lze vyjádřit stupněm kyselosti (SK), který udává spotřebu roztoku KOH v ml
k neutralizaci volných kyselin ve 100 g tuku. Mezi SK a ČK platí tento vztah:
ČK
ČK
SK 7825,1
11,56
100
==
Jako výsledek uveďte číslo kyselosti a stupeň kyselosti jako aritmetický průměr jednotlivých
stanovení.
D. ČÍSLO ZMÝDELNĚNÍ
Přístroje a pomůcky:
vařič, kovová špachtle, 250 ml Erlenmayerova baňka (3x), odměrný válec 50 ml, zpětný
chladič (2x), pipeta 25 ml, lžička, nálevka, varné kuličky
Chemikálie a roztoky:
Zásobní roztoky: 0,5 mol.l-1
ethanolický roztok KOH, 0,5 mol.l-1
HCl, 1 % roztok
fenolftaleinu v ethanolu
Vzorek:
sádlo, olej, pokrmový tuk.
Pracovní postup:
Stanovení se provede 2x u stejného vzorku.
1. Do Erlenmayerovy baňky se navažte s přesností na 0,001 g 3 g zkušebního vzorku.
2. Pipetou přidejte 25 ml roztoku KOH a několik varných kamínků.
3. Na baňku připojte zpětný chladič a vařte 1 hodinu.
4. Poté k horkému roztoku přidejte cca 5 kapek indikátoru fenolftalein.
5. Za horka a za míchání titrujte 0,5 mol.l-1
HCl do vymizení růžového (červeného) zabarvení.
Slepý pokus: Proveďte stejným způsobem jako u vzorku s tím, že se vynechá zkušební
vzorek. Směs se nevaří, pouze zahřeje k varu a následně titruje.
Vyhodnocení:
Číslo zmýdelnění (ČZ) v mg KOH na 1 g vzorku se vypočte podle vztahu:
( )
m
cVV
ČZ
1,56f10 −
=
Kde: V0 = spotřeba odměrného roztoku HCl (c = 0,5 mol.l-1
) na slepý pokus v ml,
V1 = spotřeba odměrného roztoku HCl (c = 0,5 mol.l-1
) na vlastní stanovení v ml,
c = koncentrace odměrného roztoku HCl v mol.l-1
,
f = faktor odměrného roztoku HCl,
m hmotnost zkušebního vzorku v g.
Závěr:
Číslo zmýdelnění se vyjádří aritmetickým průměrem ze dvou stanovení.
Do protokolu se také uvede popis použitého vzorku na stanovení.
E. ČÍSLO ESTEROVÉ
Číslo esterové udává počet mg KOH potřebného ke zmýdelnění esterů v 1 g tuku.
Esterové číslo se vypočte z rozdílu čísla zmýdelnění a čísla kyselosti:
ČE = ČZ − ČK
32
MODERNÍ TRENDY V POLYMERNÍ CHEMII
Současné trendy v oblasti polymerní chemie (přírodních i syntetických polymerů) se
soustřeďují nejen na recyklace polymerních materiálů, ale i na vytvoření nanostruktur či nahrazení
původních materiálů.
Úloha č. 8: MĚĎNATÉ HEDVÁBÍ
Princip výroby měďnatého hedvábí byl navržen roku 1857 Eduardem Schweizerem, kdy se
čistá celulóza (vata, filtrační papír atd.) rozpouští v roztoku hydroxidu tetraamminměďnatého
[Cu(NH3)4](OH)2, který lze připravit podle rovnice:
CuSO4 + 2NaOH → Cu(OH)2 + Na2SO4
Cu(OH)2 + 4NH4OH → [Cu(NH3)4(H2O)2](OH)2 + 2H2O
Vazba mědi na celulózu probíhá dle následujícího schématu:
O
H
O
H
+ [Cu(NH3)4]2+
O
H
O
H
Cu2+
(NH3)n
Rovnováha reakce závisí na pH prostředí. V kyselém prostředí se pak rovnováha posunuje
ve prospěch nerozpustné celulózy.
Přístroje a pomůcky:
kádinky, pinzeta, Erlenmayerova baňka (200 - 250 ml, 500 ml), Büchnerova nálevka,
filtrační baňka, injekční stříkačka a jehla (kapilára, plastová hadička), pH papírky, kapátko.
Chemikálie:
CuSO4.5H2O, NaOH, NH3, H2SO4 případně CH3COOH
Vzorek:
Buničitá vata – obsahuje část tzv. viskózy, což je regenerovaná celulóza
Vatové odličovací tampóny – 100% celulóza
Papírový kapesník - 100% celulóza
Pracovní pláště - 100% celulóza
Pracovní postup:
Příprava Schweizerova činidla:
1. Připravte 250 ml 5% vodného roztoku CuSO4. Pro lepší rozpouštění kádinku s obsahem
zahřívejte.
2. Připravte 50 ml 8% vodného roztoku NaOH.
3. Roztok NaOH přidejte k roztoku CuSO4. Smísením vznikne modrá sraženina Cu(OH)2.
4. Sraženinu dekantujte destilovanou vodou alespoň 3x, čímž dojde k odstranění rozpustných
solí. Sraženinu přefiltrujte na Büchnerově nálevce a následně ji převeďte do Erlenmayerovy
baňky. Nepoužívejte fritu!
5. Vytvořte nasycený roztok Schweizerova činidla [Cu(NH3)4](OH)2 rozpuštěním sraženiny
Cu(OH)2 v 70 – 100 ml koncentrovaného NH3. Sraženinu rozpouštějte v Erlenmayerově
baňce. V případě, že se všechen Cu(OH)2 nerozpustí, odfiltrujte zbývající sraženinu na fritě,
která je pro tento úkol vyhrazena.
Příprava měďnatého hedvábí:
1. Do baňky se 100 ml přefiltrovaného roztoku Schweizerova činidla přidejte 1 g natrhané
celulózy (vata, plášť, odličovací tampónky, papírový kapesník aj.).
33
2. Během 60 min roztok občas protřepejte a sledujte, jak se vzorek rozpouští. Nerozpuštěnou
celulózu odfiltrujte na pro tento účel vyhrazené fritě, promyjte vodou a sušte 2 h při 150 °C
v sušárně. Pak zvažte a vypočítejte množství rozpuštěné celulózy. V případě, že se celulóza
rozpouští pomalu, nechte rozpouštět do příštího cvičení.
3. Připravte 100 ml srážecího roztoku. K destilované vodě přikapávejte H2SO4 až do získání
kyselého roztoku o pH 2 - 3 (pH kontrolujte pomocí indikátorového papírku)
4. Směs Schweizerova činidla s rozpuštěnou celulózou natáhněte do injekční stříkačky s jehlou
a hadičkou. Roztok pomalu vkapávejte do srážecího roztoku.
5. V kyselém roztoku vznikají vlákna měďnatého hedvábí.
6. Vysrážená vlákna odfiltrujte na fritě (Büchnerově nálevce), vysušte 2 h při 150 °C v sušárně
a zvažte.
Závěr:
Uveďte vlastní pozorování průběhu reakce, popište výsledný produkt. Uveďte hmotnost
vysrážených vláken a procentuální výtěžek vzhledem k původní navážce a vzhledem
k rozpuštěné celulóze. Uveďte veškeré potřebné výpočty.
34
Úloha č. 9: ELEKTROSTATICKÉ NANOZVLÁKŇOVÁNÍ PŘÍRODNÍCH
POLYMERŮ
Metoda elektrostatického zvlákňování, tzv. electrospinning, využívá elektrické síly k tvorbě
nanovlákenných struktur z polymerního roztoku. Základem uspořádání jsou dvě protilehlé elektrody
připojené k opačnému elektrickému potenciálu. První elektroda (zvlákňující elektroda, tzv. emitor)
slouží k dávkování roztoku polymeru a tvorbě nanovláken. Elektroda může mít tvar od jednoduché
jehlové elektrody (pro menší množství vzorku) po velké válcové či strunové elektrody rotující v nádobě
s polymerním roztokem. Druhá elektroda, tzv. kolektor, slouží k ukládání vláken. Vlivem vysokého
elektrického napětí (až desítky kV) se vytvoří na kapce roztoku polymeru kónický tvar, tzv. Taylorův
kužel. Dalším zvýšením elektrického pole dojde k porušení povrchových sil natolik, že z vrcholu
Taylorova kužele dojde k tvorbě vláken ve směru od zvlákňující elektrody ke kolektoru. Vytvořené
vlákno z roztoku polymeru prochází v mezielektrodovém prostoru procesem nestability a prodlužování,
při kterých dochází také k vypaření rozpouštědla. Vlákno polymeru je elektrostatickými silami
přitahováno ke kolektoru a vytváří na něm souvislou vrstvu složenou z vláken o rozměrech desítek až
stovek nanometrů. Vlivem chaotického pohybu vláken směrem ke kolektoru má výsledná vrstva
strukturu náhodně uspořádaných vláken.
Na schopnost vytvářet nanovlákenné vrstvy mají zásadní vliv parametry zvlákňovaného roztoku,
geometrie použitých elektrod a okolní podmínky během procesu vláknění. Mezi roztokové parametry
můžeme zařadit viskozitu, koncentraci, molekulovou hmotnost daného polymeru, vlastnosti
rozpouštědla, povrchové napětí či vodivost. O zvláknitelnosti roztoku rozhoduje koncentrace
vlákenného polymeru, což ovlivňuje jak viskozitu, tak povrchové napětí roztoku. Jestliže je roztok příliš
zředěný, pak se budou vlákna polymeru rozpadat na kapičky dříve, než dosáhnou kolektoru a dochází
k tzv. elektrospreyingu. Jestliže je naopak roztok příliš koncentrovaný, tak se vlákna nebudou tvořit
vůbec.
Jednou z nejdůležitějších oblastí využití metody electrospinningu jsou biomedicínské aplikace.
Ideální materiál musí být biokompatibilní, aby ani polymer ani produkty vzniklé jeho degradací
nevyvolali zánětlivou nebo toxickou reakci v těle, musí mít povrch umožňující adhezi buněk a
podporovat jejich růst, mít vhodnou (dostatečnou) porositu a dostatečnou mechanickou odolnost. Měl
by být také biodegradabilní, biostabilní, voděodolný a vyrobitelný do 3D struktur s vlastnostmi a
designem měnitelným podle potřeb zamýšlené aplikace. Převést přírodní biopolymer do podoby
nanovláken prostřednictvím elektrostatického zvlákňování je obvykle těžší než u syntetických
polymerů. Roztoky přírodních polymerů mají často příliš vysokou viskozitu a vysoké povrchové napětí,
což omezuje jejich zvláknitelnost.
Obrázek 9, 10: Nanospider TM (cit. http://academic.sun.ac.za/polymer/electrospinning.html,
https://tech.ihned.cz/c1-23053440-nanotechnologie-z-liberce-maji-budoucnost-i-za-oceanem)
Přístroje a pomůcky:
kádinky, pinzeta, Erlenmayerova baňka se zátkou (250 ml, 500 ml), elektrody Nanospideru,
Nanospider, ubrousky, tyčinka, váhy, odměrný válec, pipeta, nůžky
Chemikálie a roztoky:
organická rozpouštědla (kyselina trifluoroctová, tetrahydrofuran,)
35
Použitý vzorek:
Polymléčná kyselina – granulát (PLA)
Pracovní postup:
1. Do Erlenmayerovy baňky s elektromagnetickým míchadlem navažte granulát PLA a zalijte
rozpouštědlem tak, aby výsledný roztok byl 10%, 25% a 35%. Připravte 50 ml roztoku
každé koncentrace.
2. Baňku umístěte na elektromagnetickou míchačku, uzavřete zátkou a nechte granulát PLA
rozpouštět do dalšího cvičení.
3. Samotné zvlákňování roztoku proveďte na UFE PřF MU pomocí Nanospideru TM.
4. Zvlákňujte nejprve z jehlové elektrody, kde vzorek roztoku polymeru nanášejte na vrchol
elektrody pomocí skleněné tyčinky.
5. Vyberte nejvhodnější koncentraci roztoku.
6. Tento roztok poté zvlákňujte pomocí válcové elektrody.
7. Vystřihněte navlákněný vzorek netkané textilie společně s nosnou textilií, nechte na
vzduchu proschnout.
8. Pomocí SEM popište nanovlákenou strukturu, určete šířku vláken (její průměrnou hodnotu
v závislosti na koncentraci zvlákňovaného roztoku).
9. Určete kontaktní úhel smáčení vodní kapkou, tedy hydrofobicitu/hydrofilitu materiálu.
Závěr:
Do protokolu uveďte SEM snímky, popis struktury vláken, hodnotu kontaktního úhlu.
36
Úloha č. 10: 3D TISK PŘÍRODNÍCH POLYMERŮ
3D tisk je proces tvorby trojrozměrných objektů pokládáním souvislých vrstev polymerního
materiálu. K vytištění výrobku je potřeba několik kroků. Prvním krokem je vytvoření 3D modelu
(např. pomocí CAD softwaru nebo 3D skeneru či fotogrammetrického softwaru). Tento model je
nutné v druhém kroku převést do tiskárnou požadovaného formátu. Dalším krokem je volba
vhodného polymeru a parametrů tisku (teplota tiskové hlavy, typ a teplota podložky). Následně je
na tiskovou podložku nanášen tiskový materiál po vrstvách. Vždy po dokončení tisku vrstvy se
posune tisková hlava (nebo podložka) o jednu vrstvu a zahájí se tisk další vrstvy. Většinou se po
výtisku ještě objekt upraví opilováním, odlomením tzv. podpůrných konstrukcí (u technologie
FDM) nebo vyčištěním (jiné technologie).
3D tisk materiálem kyselinou polymléčnou (PLA) bude realizovaný v rámci exkurze na
CEITEC VUT.