MASARYKOVA UNIVERZITA
PŘÍRODOVĚDECKÁ FAKULTA
Ústav experimentální biologie
Oddělení fyziologie a imunologie živočichů
Dishevelled – functional and molecular analysis
HABILITAČNÍ PRÁCE
Obor: Fyziologie živočichů
BRNO 2014 VÍTĚZSLAV BRYJA	
	 	
 
	 	
 
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
To	Lenka	and	Max5.	
 
	 	
 
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
At	this	place	I	would	like	to	thank	to	all	people	who	made	this	habilitation	thesis	possible.	
These	include	Ernest	Arenas,	my	postdoc	supervisor	who	introduced	me	to	the	field	of	Wnt	
signaling,	my	colleagues	and	fellows	both	in	Sweden	and	in	Brno,	my	collaborators	from	all	
around	the	world,	Masaryk	University,	which	provided	me	with	the	environment	required	
for	my	professional	growth	and	my	former	and	current	students	and	postdocs,	who	formed	
an	 efficient	 bryjalab	 team.	 Further	 I	 want	 to	 thank	 Bára	 Valnohová	 for	 help	 with	 the	
formal	parts	of	the	thesis	and	Ondra	Bernatík	and	Igor	Greif	for	assistance	with	figures.	
This	work	would	not	be	possible	without	a	continuous	support	from	my	wife	Lenka	and	the	
whole	family.	
	 	
 
	
TABLE OF CONTENTS 
 
Abstract .............................................................................................................................. 2 
Abstrakt .............................................................................................................................. 2 
1. Background of the thesis – Wnt signaling pathway ......................................................... 3 
2. Dishevelled ..................................................................................................................... 4 
2.1. STRUCTURE OF DVL……………………………………………………………………………………………………...........5 
2.2. DVL‐ASSOCIATED KINASES AND CONSEQUENCES OF DVL PHOSPHORYLATIONS…………………………………….7 
2.3. REGULATION OF DVL BY UBIQUITINATION………………………………………………………………………………..10 
2.4. DVL IN THE WNT/Β‐CATENIN AND WNT/PCP PATHWAY – KEY POINTS…………………………………………..12 
3. Future directions ........................................................................................................... 14 
4. References .................................................................................................................... 16 
5. List of primary research articles representing author´s contribution to the understanding 
of Dvl function in the Wnt pathways (attachments) .......................................................... 23 
  
 
   
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  2
Abstract 
Wnt signaling pathway is a crucial language for intercellular communication between cells in 
the multicellular organisms. Wnt signaling mediates a relay of information between closely 
adjacent cells or conversely, Wnt ligands can form morphogenic gradients and as such act 
over longer distances. Dysfunction or deregulation of Wnt signaling accounts for a number 
of developmental defects, inherited diseases and many types of cancer. Dishevelled (Dvl) is a 
key cytoplasmic protein required for signal transduction in two main branches of the Wnt 
signaling ‐ Wnt/β‐catenin pathway and non‐canonical Wnt pathway. Dvl mediates contact 
between Wnt receptors and cytoplasmic effectors. As such Dvl was shown to interact with 
many  other  proteins  including  Wnt  pathway  receptors,  cytoplasmic  components  and 
proteins  connected  with  other  signaling  pathways.  Following  ligand  stimulation  Dvl  gets 
phosphorylated and contributes to the full activation of receptor complexes.  Dvl is probably 
also the last common point between Wnt/β‐catenin and non‐canonical Wnt pathways and 
Dvl proteins have the capacity to act as a switch between these Wnt pathways. This thesis 
summarizes briefly our current understanding of Dvl biochemistry and biology and specifies 
the contribution of the author to this topic. 
 
Abstrakt 
Signální  dráha  Wnt  je  základní  jazyk  sloužící  ke  komunikaci  mezi  buňkami  v kontextu 
mnohobuněčného organismu. Wnt signalizace zprostředkovává přenos informací mezi těsně 
sousedícími buňkami buněk nebo může naopak vytvářet morfogenní gradienty a působit na 
delší vzdálenosti. Dysfunkce nebo deregulace Wnt signalizace vede k řadě vývojových vad, 
dědičných  chorob  a  mnoha  typům  nádorů.  Protein  Dishevelled  (Dvl),  je  klíčový 
cytoplazmatický  protein  potřebný  pro  přenos  signálu  ve  dvou  hlavních  větvích  signalizace 
Wnt – ve Wnt/β‐kateninové dráze a v nekanonické Wnt dráze. Dvl zprostředkovává kontakt 
mezi  Wnt  receptory  a  cytoplazmatickými  efektory.  Jako  takový  Dvl  interaguje  s  mnoha 
dalšími proteiny jako jsou Wnt receptory, cytoplazmatické komponenty Wnt dráhy proteiny 
spojenými s jinými signálními drahami. Po stimulaci ligandem je Dvl fosforylován a přispívá k 
úplné aktivaci receptorových komplexů. Dvl je pravděpodobně také poslední společný bod 
mezi  Wnt/β‐kateninovou  a  nekanonickou  Wnt  drahou  a  Dvl  proteiny  mají  schopnost 
fungovat  jako  přepínač  mezi  jednotlivými  větvemi  Wnt  dráhy.  Tato  práce  stručně  shrnuje 
naše současné poznání biochemie a biologie Dvl a definuje přínos autora k tomuto tématu. 
   
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  3
1. Background of the thesis – Wnt signaling pathway 
The  behavior  of  each  cell  in  the  complex  environment  of  the  human  body  is 
controlled by the extracellular factors, which are secreted in a time‐ and space‐restricted 
manner by other cells in the organism. These extracellular factors drive cell fate decisions, 
differentiation and migration, and ultimately shape the whole embryo during development 
and control homeostasis in the adult. The major such pathway is the Wnt signaling pathway. 
Wnt signaling mediates a relay of information between closely adjacent cells or conversely, 
Wnt  ligands  can  form  morphogenic  gradients  and  as  such  act  over  longer  distances. 
Dysfunction  or  deregulation  of  Wnt  signaling  accounts  for  a  number  of  developmental 
defects, inherited diseases and many types of cancer (Clevers, 2006).  
Several  “branches”  of  the  Wnt  pathway  (Fig.  1)  are  crucial  for  cell‐to‐cell 
communication,  differentiation  and  morphogenesis  in  embryonic  development.  The  best 
studied Wnt/β‐catenin pathway, also known as “canonical” pathway, depends on β‐catenin 
and  members  of  the  LEF/TCF  (lymphoid  enhancer‐binding  factor/T‐cell  factor)  family  of 
transcriptional  factors  (further  referred  to  as  TCFs).  In  the  absence  of  Wnt  ligand,  the 
intracellular  level  of  free  β‐catenin  is  constantly  low  due  to  the  activity  of  a  degradation 
complex  composed  of  adenomatous  polypolis  coli  (Apc),  Axin  and  two  serine/threonine 
kinases ‐ glycogen synthase kinase (GSK) 3β and casein kinase (CK) 1α. β‐Catenin recruited to 
the destruction complex gets phosphorylated and subsequently degraded by the ubiquitin‐
proteasome mechanism. The signaling is initiated by interaction of Wnt proteins with the 
seven‐span transmembrane receptor of the Frizzled (Fz) family and with the co‐receptors 
LRP5 and LRP6. Wnt binding to the receptor complex leads to the membrane sequestration 
of  Axin  followed  by  disruption  of  the  β‐catenin  degradation  complex.  Subsequently,  β‐
catenin accumulates in the cytoplasm and in the nucleus, where it associates with TCFs and 
drives  expression  of  Wnt‐responsive  genes  such  as  c‐myc  or  Cyclin  D1.  Excessive  Wnt 
signaling can cause the onset of diseases, particularly cancer. Conversely, low levels of the 
Wnt/β‐catenin signaling activity underlie tissue degenerative conditions (Angers and Moon, 
2009). 
However, Wnts can activate other, so called non‐canonical Wnt pathways, which 
are ‐catenin‐independent and biochemically distinct from canonical Wnt signaling. Recent 
evidence suggests that several such pathways exist (for complete overview see (Semenov, et 
al,  2007)).  Among  those,  the  best  known  appears  to  be  the  pathway  that  acts  via  small 
GTPases  Rac1  and  RhoA  and  regulates  planar  cell  polarity  (PCP).  Wnt/PCP  pathway  was 
originally  described  in  Drosophila  (Seifert  and  Mlodzik,  2007).  Vertebrate  homologs  of 
Drosophila PCP proteins are well conserved and have been implicated in several vertebrate 
processes such as convergent extension movements during gastrulation, in neurulation and 
in the regulation of the polarity of hairy cells in the inner ear (Seifert and Mlodzik, 2007; 
Torban, et al, 2004). Apart from the Wnt/PCP pathway several other Wnt‐related signaling 
mechanisms have been defined. These include the Wnt/Ca2+
 pathway that is mediated by 
trimeric  G‐proteins  (Kuhl,  2004)  or  the  Wnt/Ryk  pathway  involved  in  the  axon  guidance. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  4
Finally, Wnts can signal via the atypical receptor tyrosine kinases Ror1/2 (Semenov, et al, 
2007; Schambony and Wedlich, 2007). 
 
All  known  Wnt‐induced  pathways  are  transduced  via  seven  transmembrane 
receptors  Frizzleds  (Fzd)  and  via  phosphoprotein  dishevelled  (Dvl).  There  is  a  general 
agreement based on genetic experiments that Dvl plays a crucial role as a signaling hub both 
in Wnt/‐catenin and Wnt/PCP pathways (Wallingford and Habas, 2005). It is intriguing that 
despite well documented importance of Dvl in the Wnt signaling, the molecular mechanisms 
activating  Dvl  in  response  to  Wnt  and  molecular  mechanisms  used  by  Dvl  to  activate 
signaling cascades downstream are almost unknown.  
 
2. Dishevelled 
Dishevelled (Dvl) is a cytoplasmic phosphoprotein required for signal transduction in 
the Wnt /β‐catenin pathway and in the non‐canonical Wnt pathways. Dvl was named based 
on the phenotype of the Drosophila mutant with the defects in planar cell polarity (PCP) 
manifested by disoriented body and wing hairs (Fahmy and Fahmy, 1959). Later on Dvl was 
identified  as  a  component  of  Wnt/β‐catenin  pathway  influencing  segment  polarity  of 
Drosophila larvae (Klingensmith, et al, 1994; Krasnow, et al, 1995; Noordermeer, et al, 1994; 
Theisen, et al, 1994). Already these early genetic experiments in flies demonstrated the dual 
role of Dvl. 
Figure 1: The Wnt signaling pathways
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  5
There is only one Dvl gene in Drosophila, in contrast to three genes (Dvl1, Dvl2 and 
Dvl3) in vertebrate genomes (Klingensmith, et al, 1996; Sussman, et al, 1994; Tsang, et al, 
1996). Dvl protein sequence similarity is around 50% between Drosophila and mouse Dvls, 
consistent with the conserved function between species. The identity of the three mouse Dvl 
proteins is around 60%  and Dvl transgene rescue experiments in knock‐out mice suggest 
that  individual  Dvls  are  largely  redundant  in  vivo  (Etheridge,  et  al,  2008)  although  the 
phenotypes  of  individual  Dvl  knockouts  differ.  Dvl1‐/‐
  mice  were  viable  with  no  obvious 
developmental malformations but showed social deficits due to impaired synaptic assembly, 
neurotransmiter release and dendritic branching (Ahmad‐Annuar, et al, 2006; Lijam, et al, 
1997; Rosso, et al, 2005). Phenotypes of Dvl2‐/‐
 and Dvl3‐/‐
 mouse were much more severe 
and included perinatal lethality, abnormal cardiac morphogenesis due to neural crest defects 
and skeletal malformations as a result of improper somite formation (Etheridge, et al, 2008; 
Hamblet, et al, 2002; Kioussi, et al, 2002). The phenotypes typically associated with the PCP 
defects such as craniorachischisis and defects in the organ of Corti were observed frequently 
in compound mutants of two Dvl isoforms (the most severe in Dvl2‐/‐
;Dvl3‐/‐
 mice) (Etheridge, 
et al, 2008). Interestingly, double Dvl mutants lacked phenotypes typically associated with 
the Wnt/β‐catenin pathway defects and did not show global changes in the TCF/LEF‐driven 
transcription (Etheridge, et al, 2008), which suggests that even low levels of the remaining 
single  Dvl  isoform  are  capable  to  mediate  physiological  Wnt/β‐catenin  signaling  during 
development. 
 
2.1. Structure of Dvl 
Dvl is a modular protein that contains three well defined structural domains linked 
by the intrinsically disordered regions, which are predicted to have no secondary structure. 
N  terminal DIX  (Dishevelled, Axin; aminoacids)  domain  is  connected with  the  central  PDZ 
(Postsynaptic density, Discs large, Zonula occludens) domain by the serine (Ser)/threonine 
(Thr)‐rich unstructured region with the conserved stretch of basic aminoacids (S/T region). 
PDZ domain and the C‐terminal DEP domain (Dvl, Egl‐10, Pleckstrin) are linked by the region 
enriched  in  proline  (Pro‐rich  region).  C‐terminus  is  formed  by  relatively  large  but  poorly 
conserved disordered region (Fig. 2). Rescue analysis using Dvl deletion mutants suggested 
that DIX and PDZ domains are necessary for Wnt/β‐catenin pathway, whereas PDZ and DEP 
domains are required for Wnt/PCP pathway (Axelrod, et al, 1998; Boutros, et al, 1998).  
Individual  domains  have  been  crystalized  and  share  interesting  functional  and 
structural features, which are summarized below: 
a) DIX domain (Fig. 2B): Mutational studies of Dvl2 DIX domain and modeling based on the 
crystal structure of the Axin DIX domain (Schwarz‐Romond, et al, 2007) have convincingly 
demonstrated that the key feature of DIX domain is its ability to form head‐to‐tail polymers. 
DIX domain mutants that lack the ability to polymerize were unable to form Dvl polymers 
visible as cytoplasmatic Dvl punctae (when overexpressed) and were inactive in the Wnt/β‐
catenin  pathway  (Schwarz‐Romond,  et  al,  2007).  It  has  been  proposed  that  DIX‐domain 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  6
mediated Dvl polymers are a physical platform for the complexes of Dvl and other signaling 
components, called signalosomes, required for Lrp6 phosphorylation (Bilic, et al, 2007). The 
requirement  of  DIX  domain  for  the  phosphorylation  of  Lrp6  and  its  capacity  to  dimerize 
seems to be the molecular reason for the absolute requirement of DIX domain in the Wnt/β‐
catenin signaling.  
b) PDZ domain (Fig. 2C): PDZ domain is commonly found in various proteins, where it serves 
as  a  universal  interaction  and  docking  platform.  Dvl  PDZ  domain  seems  to  be  inherently 
more flexible than PDZ domains found in other proteins (Zhang, et al, 2009). PDZ domain 
functions as an important scaffolding region of Dvl protein and it was shown to be required 
for the interaction with many Dvl  binding partners (for review see Gao and Chen, 2010). 
Figure 2: Schematic representation of Dvl structure. 
A. Aminoacid (aa) sequence identity (%) based on alignment of Drosophila Dsh, and mouse (m) and human 
(h)Dvl isoforms 1,2 and 3). Positions of aa bordering individual regions is based on hDvl3. 3D models of 
individual domains  (hDvl3) are  provided either  as  ribbon  models (i) or  surface  models  (ii). Electrostatic 
surface charge is depicted as negative in red and positive in blue. 
B. DIX domain: (i) Residues mutated in Dvl polymerization mutants corresponding to F43S, V67A/K68A, 
and  Y27D  in  mDvl2  are  depicted  in  orange  (Schwarz‐Romond,  et  al,  2007).  (ii).  Regions  of  DIX  domain 
required for head to tail polymerization are marked by arrows. 
C. PDZ domain: (i) α‐helix and β‐sheet forming the Fzd binding groove are indicated in green (Wong, et al, 
2003). (ii) Fzd binding groove is indicated by a green line. 
D. DEP domain: (i, ii) Residues and surface required for membrane binding are indicated in yellow (Simons, 
et al, 2009) and residues required for Fzd binding are shown in blue (Tauriello, et al, 2012). Position of 
K435 corresponding to K417 mutated in Drosophila Dsh1 
mutation (Axelrod, et al, 1998) is indicated. (i‘,ii’): 
Residues (S464, T480, T485, S487, Y491, Y492) phosphorylated following Fzd overexpression (Yanfeng, et 
al, 2011) are indicated in red (i’). (ii’) Phosphomimicking mutations of these residues change electrostatic 
surface potential and disrupt the positive charge of the membrane binding region. Please note also the 
change caused by the mutation K435M (Dsh1
, arrow). (from Bryja and Bernatik, 2014) 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  7
Despite PDZ domain of Dvl has been implicated in many protein‐protein interactions, not 
much  is  known  about  the  molecular  details  and  the  significance  of  the  individual 
interactions. Notable exception is the NMR characterization of the interaction between PDZ 
domain  (mDvl1)  and  internal  PDZ‐binding  motif  of  FZD7  (Wong,  et  al,  2003).  The  same 
binding cleft is bound by natural Wnt pathway inhibitors such as proteins from Dact family 
(homologues  of  fly  Dapper/Frodo)  (Wong,  et  al,  2003)  and  serves  also  as  a  target  for 
development of novel drugs targeting FZD‐Dvl interaction (Shan, et al, 2012).  
c) DEP domain (Fig. 2D): DEP domain of Dvl is responsible for the recruitment of Dvl to the 
membrane and for the signal transduction in the non‐canonical Wnt/PCP pathway (Axelrod, 
et al, 1998; Boutros, et al, 1998). The crystal structure of the DEP domain of Dvl is known 
(Wong, et al, 2000). Positively charged region of Dvl DEP domain is essential for the binding 
to  the  negatively  charged  lipids  in  the  plasma  membrane  and  mutation  of  the  positively 
charged  residues  abolished  recruitment  of  Dvl  to  plasma  membrane  and  caused  PCP 
phenotypes in Drosophila (Simons, et al, 2009). It was proposed that ion pumps (such as 
Nhe2, Na+
/H+ 
exchanger) in the plasma membrane control Dvl membrane recruitment by 
regulating  local  pH  (Simons,  et  al,  2009).  It  should  be  however  noted  that  Fzd‐induced 
phosphorylation  within  the  DEP  domain  (Yanfeng,  et  al,  2011),  which  also  changes  the 
charge  of  the  surface‐interacting  region  from  positive  to  negative,  may  have  similar 
consequences  (see  model  in  Fig.  2Di´).  Furthermore,  it  was  recently  proposed  that  DEP 
domain of Dvl is the second interaction interface (in addition to the PDZ domain) mediating 
interaction with FZD (Tauriello, et al, 2012). Last but not least, currently there are only two 
known point mutations which completely disrupt PCP signaling. Both mutations in the fully 
conserved Lys (Dsh1
 mutant K417M Drosophila Dvl) and Tyr (Y473A) are in the DEP domain.  
2.2. Dvl‐associated kinases and consequences of Dvl phosphorylations 
Dvl  is  a  dynamically  phosphorylated  protein.  Precise  mapping  and  functional 
analysis of Dvl phosphorylation sites is complicated by the fact, that approximately 15‐20% 
(depends on the isoform) of Dvl is composed by Ser, Thr or tyrosine (Tyr). Treatment with 
both classes of Wnt ligands triggers phosphorylation‐dependent mobility shift of Dvl on SDS‐
PAGE (phosphorylated and shifted Dvl; PS‐Dvl) (Bryja, et al, 2007; Gonzalez‐Sancho, et al, 
2004). Numerous studies have analyzed phosphorylation of Dvl by using various approaches. 
Comprehensive  summary  of  identified  Dvl  phosphorylations  and  their  known  function  is 
provided in Fig. 3 and in the text below. 
Among several Dvl kinases the best described and the first one to mention is casein 
kinase (CK) 1 δ/ε. CK1δ and CK1ε are redundant in most of their functions in Dvl biology, and 
in further text we will thus refer only to CK1ε. CK1ε is both required and sufficient for PS‐Dvl 
formation. Following Wnt stimulation CK1ε gets activated by a poorly known mechanism, 
which requires dephosphorylation of the inhibitory residues in its C‐terminus (Swiatek, et al, 
2004)  and  cooperation  with  the  DDX3  protein  (Cruciat,  et  al,  2013).  CK1ε‐mediated 
phosphorylation of Dvl subsequently triggers interaction of Dvl with endogenous Axin1 and 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  8
activates  downstream Wnt/β‐catenin  signaling  (Bernatik,  et  al,  2011;  Kishida,  et  al,  2001; 
Peters, et al, 1999). 
Apart  from  these  clearly  positive  effects,  CK1ε  dissolves  (and  CK1  inhibition 
promotes  formation  of)  DIX‐domain  dependent  Dvl  polymers,  which  are  required  for  the 
phosphorylation of Lrp6 and downstream signaling (Bilic, et al, 2007; Bryja, et al, 2007; Cong, 
et al, 2004). We have shown that these opposing functions of CK1ε require distinct domains 
of Dvl – activation requires phosphorylation in the PDZ domain (and likely also elsewhere), 
whereas inhibitory activity requires Dvl C‐terminus (Bernatik, et al, 2011). Further detailed 
molecular  analysis  supports  the  view  that  CK1ε  acts  as  the  component  of  the  intrinsic 
negative  feedback  loop,  which  by  numerous  sequential  phosphorylations  activates  and 
subsequently  inactivates  Dvl  (Bernatik,  et  al,  2014).  It  seems  that  CK1ε  acts  as  (i)  the 
activator  of  downstream  Wnt/‐catenin  signaling  via  phosphorylation  of  distinct  S/T 
residues (phosphorylation of S280/S311 in the PDZ domain) as well as (ii) the inactivating 
kinase affecting Dvl polymerization via phosphorylation of the residues in the C‐terminus of 
Dvl3 (Bernatik, et al, 2014).  
The negative role of Dvl C‐terminus in the Wnt/β‐catenin signaling was established 
by  our  earlier  work.  We  have  proposed  that  Dvl  C‐terminus  acts  as  the  CK1‐controlled 
negative  regulator  (Bernatik,  et  al,  2011;  Witte,  et  al,  2010).  In  the  most  recent  study 
(Bernatik,  et  al,  2014)  we  identified  specific  residues  phosphorylated  by  CK1ε  in  the  C‐
Figure 3: Phosphorylation of Dvl. Summary of Dvl posttranslational modifications mapped onto hDvl3. 
Position  of  detected  phosphorylations  ()  are  shown.  The  bottom  part  of  the  scheme  shows 
phosphorylation  known  from  the  literature,  the  upper  part  shows  CK1ε‐mediated  phosphorylation 
events discovered by our group. Color coding indicates the phosphorylation dynamics. Functionally 
relevant modifications are specified in detail. The figure is based on the following studies: 1
 Klimowski, 
et al (2006), 2
 Kikuchi, et al (2010), 3
 Cong, et al (2004), 4
 Yokoyama, et al (2012), 5
 Singh, et al (2010), 6
 
Bernatik, et al (2014) 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  9
terminus  of  Dvl3.  We  demonstrate  that  these  residues  control  PS‐Dvl  formation  and  are 
critical  for  CK1ε‐induced  changes  in  Dvl3  subcellular  localization.  Although  the  C‐terminal 
residues are conserved only in Dvl3, multiple S/T residues are present also in the C‐terminal 
region  of  Dvl1  and  Dvl2.  This  opens  the  possibility  that  function  of  phosphorylated  C‐
terminus  is  conserved  despite  the  differences  in  the  primary  sequence.  This  possibility  is 
supported  by  recent  findings  by  Gonzalez‐Sancho  and  colleagues  (Gonzalez‐Sancho,  et  al, 
2013), which demonstrated that formation of PS‐Dvl2 and its even localization depends on 
other residues of hDvl2 C‐terminus. The residues are conserved in Dvl3 (S578 and S581 in 
hDvl3) but were found constitutively phosphorylated in our study (Bernatik, et al, 2014). 
The second important kinase is casein kinase 2 (CK2), which was identifed as the 
first Dvl‐associated kinase during the search for the kinase activity co‐immunoprecipitating 
with Dvl (Lee, et al, 1999; Willert, et al, 1997). CK2 is not structurally related to CK1 and 
functions  as  a  tetramer  with  2  catalytic  α  (or  α’)  and  2  regulatory  β  subunits.  When 
compared  to  dynamic  activation  of  CK1ε,  CK2  behaves  with  respect  to  Dvl  as  a  rather 
constitutive kinase, which is not regulated by Wnt ligands although CK2 activity is required 
for  the  PS‐Dvl  activation  and  downstream  signaling  in  both  Wnt/β‐catenin  and  Wnt/PCP 
pathway (Bernatik, et al, 2011; Bryja, et al, 2008).  
Several other kinases were shown to bind and phosphorylate Dvl. However, their 
role is according to the current knowledge restricted to specific model systems or limited to 
one  report  only.  These  kinases  include  (i)  PAR‐1  (in  Xenopus,  homologous  to 
MAP/microtubule  affinity‐regulating  kinase  (MARK)  family  of  kinases  in  mammals),  which 
were  shown  to  activate  canonical  Wnt  signaling  as  well  as  gastrulation  movements,  a 
process controlled by non‐canonical Wnt signaling (Kusakabe and Nishida, 2004; Ossipova, et 
al, 2005; Sun, et al, 2001), (ii) metastasis associated kinase 1 (MAK1), homologous to the 
mammalian  HUNK,  a  member  of  sucrose  non  fermenting  related  kinase  1,  SNF1,  family) 
(Kibardin, et al, 2006), (iii) Polo‐like kinase (Plk1) a mitosis associated kinase, which via Dvl 
phosphorylation at T206 affects division plane during mitosis (Kikuchi, et al, 2010) and (iv) 
PKCδ regulating non‐canonical Wnt signaling (Chen, et al, 2003; Kinoshita, et al, 2003). The 
last important kinase is tyrosine kinase Abl, identified in the screen for molecules required 
for membrane localization of Dvl. Abl phosphorylated Dvl on several Tyr residues in the DEP 
domain,  and  it  was  shown  that  both  mutation  of  a  critical  Tyr  (Y473F)  or  Abl  depletion 
caused PCP phenotypes but not Wnt/β‐catenin phenotypes in Drosophila (Singh, et al, 2010). 
The information about the function of Abl‐driven phosphorylation of Dvl in vertebrates is 
missing.  
Recent  progress  in  proteomics  allowed  to  perform  comprehensive  studies 
attempting to describe complete Dvl phosphorylation pattern. So far, two such studies are 
available  ‐  first  focused  on  the  identification  of  Dvl  phosphorylation  following  Frizzled 
overexpression  in  Drosophila  model  (Yanfeng,  et  al,  2011),  the  second  (from  our  group) 
analyzed phosphorylation of Dvl3 induced by overexpression of the most relevant Dvl kinase 
– CK1ε (Bernatik, et al, 2014). Availability of these data allowed comparison of Fzd and CK1‐
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  10
induced  phosphorylation  patterns.  When  we  mutated  CK1ε‐phosphorylated 
serines/threonines  to  alanines  in  the  Dvl3  C‐terminus,  we  observed  deficiency  in  CK1ε‐
induced  mobility  shift  or  subcellular  localization  change.  However,  Fzd5‐induced  mobility 
shift or Fzd5‐induced subcellular localization in these Dvl3 mutants were indistinguishable 
from  wild  type  Dvl3.  Moreover,  when  we  generated  and  implemented  anti‐pS643‐Dvl3 
phospho‐specific antibody (recognizing residues phosphorylated by CK1ε), it recognized only 
Dvl3 modified by CK1ε but not by Fzd5 overexpression. This data suggest to our surprise that 
CK1ε is not directly downstream of Fzd receptor but rather represents independent, possibly 
parallel, molecular mechanism of activation/de‐activation of Dvl (Bernatik, et al, 2014). 
 
2.3. Regulation of Dvl by ubiquitination  
Dvl is a key protein, which controls direction and amplitude of downstream Wnt 
signaling. As such Dvl levels are tightly regulated. Several proteins, which differ both in the 
route used for Dvl degradation and in the ability to target specific subcellular pool of Dvl, 
were  shown  to  trigger  degradation  of  Dvl.  Dvl  is  degraded  both  via  proteasome  and 
lysosome/autophagy  pathway.  Lysosomal  pathway,  which  degrades  Dvl  mainly  in  the 
starved cells, is dependent on Von Hippel‐Lindau protein (Gao, et al, 2010) and was shown 
to be promoted by the Wnt inhibitor Dapper (Zhang, et al, 2006).  
Proteosomal degradation of Dvl is either unspecific ‐ triggered by an E3 ubiquitin 
ligase NEDL1, associated with the amyotrophic lateral sclerosis (Miyazaki, et al, 2004) or by 
KLHL12, an adaptor protein linking Dvl to Cullin3 E3 ubiquitin ligase (Angers, et al, 2006). 
Complete degradation of Dvl then leads both to inhibition of Wnt/β‐catenin pathway, and to 
disruption of convergent extension controlled by non‐canonical Wnt pathway.  Alternatively, 
in  order  to  more  precisely  control  Dvl  function  there  are  mechanisms  that  control 
degradation of specific pools of Dvl. The examples include inversin (Invs), a protein mutated 
in the cystic renal disease nephronopthisis, which enhances degradation of cytoplasmic but 
not  membrane‐bound  Dvl  (Simons,  et  al,  2005),  myristoylated  Naked2,  which  on  the 
contrary  promotes  degradation  of  Dvl  bound  to  the  cytoplasmatic  membrane  (Hu,  et  al, 
2010), Rpgrip1l, which is essential for stabilization of Dvl at the base of cilium (Mahuzier, et 
al,  2012)  and  Itch,  HECT‐domain  containing  ubiquitin  ligase  that  specifically  promotes 
degradation of phosphorylated and activated PS‐Dvl (Wei, et al, 2012). Unique function was 
proposed  for  nucleoredoxin  (NXN),  which  prevents  KLHL12‐mediated  degradation  of  the 
inactive Dvl pool (Funato, et al, 2010). 
Ubiquitination  does  not  only  target  proteins  for  degradation  but  it  also  has  a 
potential to regulate the signaling abilities of modified protein by differential linkages (eg. 
via ubiquitin K63) of ubiquitin side chains (Chen and Sun, 2009). We have recently found that 
HECT domain E3 ligase Huwe1 promoted the formation of K63‐linked poly‐ubiquitin chains 
on lysine residues within the DIX domain of Dvl (De Groot, et al, 2014). Huwe1 binds and 
ubiquitinates Dvl in a  Wnt3a‐ and CK1‐dependent manner. Importantly, K63‐linked poly‐
ubiquitination  of  Dvl  does  not  target  Dvl  for  degradation.  Instead,  we  found  that  Huwe1 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  11
inhibits  Dvl  multimerization  via  ubiquitination  of  the  DIX  domain  and  acts  as  a  negative 
regulator of Wnt/β‐catenin signaling (De Groot, et al, 2014). 
Our data suggest that Huwe1‐mediated ubiquitination is dynamic and an enzymatic 
system removing K63‐linked ubiquitin chains from Dvl has to exist. In a recent report, the de‐
ubiquitinating (DUB) enzyme USP14 was identified as a positive regulator of Wnt signaling. 
This fact makes USP14 a likely counterpart to the activity of Huwe1 on Dvl. USP14 interacts 
with  a  motif  in  the  carboxy‐terminus  of  Dvl  that  is  conserved  among  vertebrates. 
Interestingly, USP14 has been shown to remove K63‐linked poly‐ubiquitin chains from Dvl 
(Jung, et al, 2013) and to activate Wnt/β‐catenin signaling. The link to the Huwe1 mediated 
K63‐poly‐ubiquitin chains from the DIX domain however remains to be established. Apart 
from USP14 another DUB ‐ the tumor suppresor CYLD ‐ was found to be the deubiquitination 
enzyme  capable  of  removal  of  K63‐linked  polyubiquitin  chains.  However,  CYLD 
downregulation  and  increased  level  of  K63‐Ubi‐modified  Dvl  leads  to  the  activation  of 
Wnt/β‐catenin  pathway  (Tauriello,  et  al,  2010)  and  it  is  thus  likely  that  CYLD  is  not  the 
functional counterpart of Huwe1. It rather seems that CYLD acts together with Dvl in the 
processes not directly linked to the regulation of Wnt signaling pathway such as regulation 
of mitosis and cell cycle (Yang, et al, 2014). 
Our study and work of others (summarized in Fig. 4) illustrated the importance of 
ubiquitin  mediated  regulation  of  Dvl  signaling  in  the  Wnt  pathway.  However,  so  far  only 
Huwe1 described by us, represents Dvl ubiquitin ligase or de‐ubiquitinating enzyme with a 
role  in  Wnt  signaling  that  is  evolutionary  conserved  in  both  vertebrates  (human)  and 
invertebrates  (Caenorhabditis  elegans).  This  indicates  that  Huwe1  may  represent  an 
ancestral mechanism of Dvl regulation. 
 
 
Figure 4: Ubiquitination of Dvl. Summary of Dvl ubiquitinations mapped onto hDvl3. Position of detected 
ubiquitinations () are shown. The bottom part of the scheme shows ubiquitinated sites known from the 
literature,  the  upper  part  shows  Huwe1‐mediated  phosphorylation  events  discovered  by  our  group. 
Functionally  relevant  modifications  are  specified  in  detail.  The  figure  is  based  on  the  following  studies: 
1
Tauriello, et al (2010), 2
 Kim, et al (2011)    3
 De Groot, et al (2014) 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  12
2.4. Dvl in the Wnt/β‐catenin and Wnt/PCP pathway – how the decision is made? 
As mentioned several times earlier Dvl serves as a branching point between Wnt/β‐
catenin and Wnt/PCP signaling. It is natural that more than 15 years from this discovery a lot 
of  attention  has  been  paid  to  uncover  the  mechanisms,  which  control  Dvl  function  and 
define the direction of downstream signaling. The answer is not completely solved yet but it 
is obvious that the decision is made based on the combination of several mutually inter‐
connected factors, which involve (i) Dvl subcellular localization, (ii) Dvl polymerization, (iii) 
Dvl phosphorylation, and (iv) Dvl binding partners/receptors. 
In the Wnt/β‐catenin pathway (Fig. 5A) membrane localization of Dvl is not required 
(Park,  et  al,  2005)  in  contrast  to  the  intact  DIX  domain.  DIX  domains  mediate  Dvl 
polymerization, which is crucial for formation large protein complexes, called signalosomes, 
composed of polymerized Dvl, Axin and other Wnt pathway components (Bilic, et al, 2007; 
Schwarz‐Romond, et al, 2007).  The formation of signalosome complex is required for the 
activating  phosphorylation  of  Lrp6,  subsequent  recruitment  of  Axin  and  inhibition  of  the 
destruction  complex  (Bilic,  et  al,  2007).  Interaction  interface  between  two  DIX  domains, 
which mediates Dvl polymerization, is subject to post‐translational modifications – namely 
K63‐linked polyubiquitination, which disrupt Dvl multimer formation and efficiently inhibits 
function of Dvl in Wnt/β‐catenin signaling (De Groot, et al, 2014). This mechanism is part of 
the negative feedback loop induced by ubiquitination of activated Dvl by an E3 ligase Huwe1 
(De Groot, et al, 2014). 
Precise sequence of individual events following addition of a ligand, typically Wnt3a, 
is not precisely known. Current view is that following ligand binding Dvl gets activated by a 
poorly known mechanism involving Fzd and CK1ε‐controlled phosphorylation (Bernatik, et al, 
2011),  which  subsequently  triggers  production  of  phosphatidylinositol  4,5‐bisphosphates 
(PtdIns(4,5)P2) (Pan, et al, 2008). The locally produced of PtdIns(4,5)P2 is recognized by the 
scaffolding protein Amer1 (Tanneberger, et al, 2011) in complex with the Dvl‐binding protein 
β‐arrestin (Kriz, et al, 2014). Our data suggest that following activation β‐arrestin acts as a 
switch,  which  translocates  PtdIns(4,5)P2‐producing  kinases  from  Dvl  towards  Lrp6 
phosphorylating complex. This allows efficient phosphorylation of Lrp6 at the signalosome 
platform fed by the local production of PtdIns(4,5)P2.  
In  the  Wnt/PCP  pathway,  DEP  domain  and  membrane‐localization  of  Dvl  is  the 
absolute  prerequisite  for  the  signaling  activity  (Fig.  5B).  So  far,  all  the  Wnt/PCP‐deficient 
mutants of Dvl also failed to be recruited to the membrane by Fzds (Axelrod, et al, 1998; 
Simons, et al, 2009; Singh, et al, 2010) and even wild type Dvl constitutively trafficked to 
other compartment such as outer mitochondrial membrane (Park, et al, 2005) was inactive 
in the Wnt/PCP pathway. Various mechanisms, which control membrane localization of Dvl, 
and  subsequently  favor  PCP  pathway  over  Wnt/β‐catenin,  were  described.  They  include 
regulation of local pH (Simons, et al, 2009), PCP‐specific Dvl phosphorylation by Abl (Singh, 
et al, 2010) or the targeted degradation of cytoplasmic Dvl by Inversin (Simons, et al, 2005). 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  13
Further  specificity  to  the  pathway  is  provided  by  the  dedicated  membrane  co‐
receptors.  Several  proteins  mainly  from  the  family  of  atypical  receptor  tyrosine  kinases, 
namely Ror1, Ror2, Ryk and PTK, dictate beta‐catenin‐independent direction of signaling and 
cooperate with Dvl in non‐canonical pathway (Lu, et al, 2004; Shnitsar and Borchers, 2008; 
Witte,  et  al,  2010).  Lrp6,  a  coreceptor  dedicated  to  the  Wnt/  β‐catenin  is  not  positively 
involved in the PCP pathway (albeit is involved as a negative regulator (Bryja, et al, 2009)).  
Following,  non‐canonical  Wnt  pathway‐specific,  activation  Dvl  directs  signaling 
further downstream mainly towards the molecular machineries controlling cytoskeleton, cell 
shape and cell polarity. Key players in this process are mainly small GTPases from Rho family, 
Rac1 and RhoA. These small monomeric G‐proteins are activated by the strictly regulated 
exchange  of  GDP  for  GTP.  This  process  is  actively  controlled  and  mediated  by  dedicated 
proteins named guanine exchange factors (GEFs). Evidence for the employment of specific 
GEF(s) in Wnt/β‐catenin‐independent signaling has only recently begun to emerge. WGEF, 
p114‐RhoGEF, and GEF‐H1, have been proposed as GEFs for RhoA (Tanegashima, et al, 2008; 
Tsuji, et al, 2010). However, GEF(s) involved in the Wnt5a/Dvl‐mediated activation of Rac1 
have  not  been  described  until  recently.  Only  in  2013  we  were  able  to  identify  a  long 
searched  protein  responsible  for  Wnt5a/Dvl‐mediated  activation  of  Rac1  in  the  non‐
canonical  Wnt  pathway  as  a  specific  Rac1  GEF,  Tiam1  (Cajanek,  et  al,  2013).  Our  work 
Figure 5: Key structural elements required for the function of Dvl in the main Wnt pathways (from Bryja 
and Bernatik, 2014). 
A:  Scheme  of  Dvl  function  in  Wnt/β‐catenin  pathway.  Dvl  is  required  for  Lrp6  phosphorylation  and 
subsequent  inhibition  of  the  destruction  complex  function.  Polymerization  via  DIX  domains  but  not 
membrane localization is required for this function. 
B:  Scheme  of  Dvl  function  in  Wnt/PCP  pathway.  Dvl  is  recruited  to  the  membrane  (DEP‐domain 
dependently), where it interacts with Fzd and other co‐receptors (Ror1/2, Ryk, PTK7) and activates small 
GTPases  Rho  and  Rac,  which  subsequently  control  re‐organization  of  cytoskeleton.  C‐terminus  of  Dvl  is 
required for binding to Ror2 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  14
demonstrated that Tiam1 can interact with Dvl and enhances the Dvl‐Rac1 interaction. Most 
importantly, Tiam1 is functionally required for the activation of Rac1 by Wnt5a or Dvl and for 
Rac1‐dependent downstream cellular processes.  
Interestingly,  we  showed  that  the  Dvl‐Tiam1  interaction  is  strictly  negatively 
regulated by CK1 (Cajanek, et al, 2013). These findings are in full agreement with earlier 
reports,  which  showed  that  phosphorylation  of  Dvl  by  CK1  is  inhibitory  for  the  non‐
canonical Wnt/Dvl/Rac1/JNK pathway (Bryja, et al, 2008; Cong, et al, 2004). Thus, CK1 can 
act as a switch that directs signaling away from the Wnt/Rac1/JNK branch of non‐canonical 
signaling  towards  the  Wnt/‐catenin  and  PS‐Dvl‐dependent  non‐canonical  pathways.  This 
fact might have clinically important consequences – for example we were able to show that 
breast cancer‐specific mutations in CK1 produce a kinase inactive and dominant negative 
variant  of  the  kinase  (Foldynova‐Trantirkova,  et  al,  2010).  Such  dominant  negative  CK1ε 
variants, naturally occurring in breast carcinoma (Fuja, et al, 2004) efficiently bind, but fail to 
phosphorylate Dvl, and act as loss‐of‐function in the Wnt/‐catenin pathway. At the same 
time these mutants increase in a Dvl‐dependent manner the level of Rac1‐GTP and promote 
cell  migration  and  invasion  (Foldynova‐Trantirkova,  et  al,  2010).  Combined,  these  results 
suggest that CK1, in addition to the functions discussed above, controls changes in protein‐
protein interactions between Dvl and its binding partners, which contribute to the activation 
of Wnt/β‐catenin or on the other side inactivation of the non‐canonical Wnt/Rac1 pathway. 
Such  “switch”  function  of  CK1,  which  was  first  identified  in  Xenopus  and  cell  culture 
experiments,  is  physiologically  relevant  and  may  contribute  to  cancer  progression  in 
pathological conditions where CK1 is mutated.  
 
3. Future directions 
Dvls are intensively studied proteins, which despite the efforts of numerous labs still resist 
our  understanding  and  hide  most  of  their  secrets.  The  following  section  proposes  a 
subjective view of the aspects of Dvl biology, which require most attention in near future, 
and which will be crucial for our full understanding of Dvl function. 
 
Dvl in the receptor complex: The biggest challenge for the near future will be to describe the 
sequence  and  relevance  of  events  following  interaction  of  the  Wnt  ligands  with  their 
receptors. The lines of research, which will at the endogenous level define the dynamics of 
Dvl post‐translational modifications, Dvl interaction partners and Dvl subcellular localization 
following activation of discrete Wnt pathways will answer these questions. It is probable that 
detailed mechanistic understanding of Dvl biology will shed light not only on the mechanism 
discriminating  between  β‐catenin  and  PCP  downstream  signaling  but  also  onto  details  of 
various non‐canonical Wnt pathways, which diversified during the course of evolution and 
differ in humans substantially from the core PCP pathway postulated in fly. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  15
Paradox  of  Dvl:  Dvl  has  been  studied  extensively  and  nowadays  more  than  70  binding 
partners and 40+ phosphorylation sites have been reported (Bernatik, et al, 2014; Gao and 
Chen, 2010; Yanfeng, et al, 2011). The list of Dvl interaction partners and post‐translational 
modifications is constantly growing but our understanding is not ‐ this phenomenon we call 
“Dishevelled paradox”. It is very likely that cells regulate both post‐translational modification 
as  well  as  the  composition  of  Dvl‐based  complexes  in  a  delicate  manner,  and  that 
endogenous Dvl exists in several well separated pools. The earlier efforts to sort the large 
amount of available Dvl‐related data and to propose a robust model of biochemical details 
of Dvl action have always failed. The main reason is that (to our surprise) the field is missing 
the basic information about endogenous Dvl. Specifically, we lack the basic endogenous Dvl 
coordinates such as information about the subcellular localization, protein amount (mainly 
in comparison with other major Dvl partners), basic structural information and definition of 
direct binding surfaces with other proteins.  
Dvl out of the Wnt pathways: It is becoming obvious that Dvl controls processes, which are 
not  directly  linked  with  Wnt/β‐catenin  and  Wnt/PCP  pathway.  Accumulating  body  of 
evidence  pointed  to  the  role  of  Dvl  in  the  biology  of  cilia.  Dvl  was  shown  in  numerous 
contexts to interact with centriolar proteins and to be required for the positioning of the 
basal body and the proper function of cilia (Hashimoto, et al, 2010; Chaki, et al, 2012; Park, 
et  al,  2008).  This  function  of  Dvl  is  evolutionary  conserved  from  planarians  (Almuedo‐
Castillo, et al, 2011). Recently, Dvl was shown to be involved not only in the biogenesis of 
cilia but also in the process of cilia disassembly (Lee, et al, 2012). The last exciting avenue is 
the unexpected role of Dvl in the regulation of cell cycle. Very recent evidence suggests that 
Dvl2  can  regulate  spindle  orientation  in  mitosis  via  its  interaction  with  Polo‐like  kinase  1 
(Kikuchi, et al, 2010) and cytokinesis by the regulation of midbody dynamics (Fumoto, et al, 
2012). In order to fully understand the role of Dvl in these, often cell type‐specific processes, 
the  field  will  need  to  generate  cell  lines  fully  deficient  in  all  three  mammalian  Dvls.  This 
possibility has become recently possible by development of novel gene editing technologies 
– such as or the type II bacterial Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats 
(CRISPR)/CRISPR‐associated (Cas) enzymatic systems (Mali, et al, 2013). 
All  the  diverse  aspects  of  Dvl  biology  described  above  are  tightly  controlled  and  provide 
unique outcome in each cell and each developmental process. The mechanism of such error‐
resistant integration of all Dvl functions remains the biggest mystery. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  16
4. References 
Ahmad‐Annuar, A., Ciani, L., Simeonidis, I., Herreros, J., Fredj, N. B., Rosso, S. B., Hall, A., Brickley, 
S. and Salinas, P. C. (2006) Signaling across the synapse: a role for Wnt and Dishevelled in 
presynaptic assembly and neurotransmitter release. J Cell Biol, 174, 127‐139. 
Almuedo‐Castillo, M., Salo, E. and Adell, T. (2011) Dishevelled is essential for neural connectivity and 
planar cell polarity in planarians. Proc Natl Acad Sci U S A, 108, 2813‐2818. 
Angers, S. and Moon, R. T. (2009) Proximal events in Wnt signal transduction. Nature reviews, 10, 
468‐477. 
Angers, S., Thorpe, C. J., Biechele, T. L., Goldenberg, S. J., Zheng, N., MacCoss, M. J. and Moon, R. T. 
(2006)  The  KLHL12‐Cullin‐3  ubiquitin  ligase  negatively  regulates  the  Wnt‐beta‐catenin 
pathway by targeting Dishevelled for degradation. Nat Cell Biol, 8, 348‐357. 
Axelrod,  J.  D.,  Miller,  J.  R.,  Shulman,  J.  M.,  Moon,  R.  T.  and  Perrimon,  N.  (1998)  Differential 
recruitment  of  Dishevelled  provides  signaling  specificity  in  the  planar  cell  polarity  and 
Wingless signaling pathways. Genes Dev, 12, 2610‐2622. 
Bernatik, O., Ganji, R. S., Dijksterhuis, J. P., Konik, P., Cervenka, I., Polonio, T., Krejci, P., Schulte, G. 
and Bryja, V. (2011) Sequential activation and inactivation of Dishevelled in the Wnt/beta‐
catenin pathway by casein kinases. J Biol Chem, 286, 10396‐10410. 
Bernatik,  O.,  Sedova,  K.,  Ganji,  R.  S.,  Cervenka,  I.,  Trantirek,  L.,  Zdrahal,  Z.  and  Bryja,  V.  (2014) 
Functional analysis of Dishevelled‐3 phosphorylation identifies distinct mechanisms driven by 
Casein Kinase 1e and Fzd5. J. Biol. Chem., in revision. 
Bilic, J., Huang, Y. L., Davidson, G., Zimmermann, T., Cruciat, C. M., Bienz, M. and Niehrs, C. (2007) 
Wnt induces LRP6 signalosomes and promotes dishevelled‐dependent LRP6 phosphorylation. 
Science, 316, 1619‐1622. 
Boutros,  M.,  Paricio,  N.,  Strutt,  D.  I.  and  Mlodzik,  M.  (1998)  Dishevelled  activates  JNK  and 
discriminates between JNK pathways in planar polarity and wingless signaling. Cell, 94, 109‐
118. 
Bryja, V., Andersson, E. R., Schambony, A., Esner, M., Bryjova, L., Biris, K. K., Hall, A. C., Kraft, B., 
Cajanek,  L.,  Yamaguchi,  T.  P.,  et  al  (2009)  The  extracellular  domain  of  Lrp5/6  inhibits 
noncanonical Wnt signaling in vivo. Mol Biol Cell, 20, 924‐936. 
Bryja,  V.  and  Bernatik,  O.  (2014)  Dishevelled  at  the  crossroad  of  pathways.  In  Wnt  signaling  in 
Development and Disease: Molecular Mechanisms and Biological Functions (ed. S. Hoppler & 
R. T. Moon): Willey Publishers (in press). 
Bryja, V., Schambony, A., Cajanek, L., Dominguez, I., Arenas, E. and Schulte, G. (2008) Beta‐arrestin 
and casein kinase 1/2 define distinct  branches of  non‐canonical  WNT signalling pathways. 
EMBO Rep, 9, 1244‐1250. 
Bryja,  V.,  Schulte,  G.,  Rawal,  N.,  Grahn,  A.  and  Arenas,  E.  (2007)  Wnt‐5a  induces  Dishevelled 
phosphorylation and dopaminergic differentiation via a CK1‐dependent mechanism. J Cell Sci, 
120, 586‐595. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  17
Cajanek, L., Ganji, R. S., Henriques‐Oliveira, C., Theofilopoulos, S., Konik, P., Bryja, V. and Arenas, E. 
(2013)  Tiam1  regulates  the  Wnt/Dvl/Rac1  signaling  pathway  and  the  differentiation  of 
midbrain dopaminergic neurons. Mol Cell Biol, 33, 59‐70. 
Clevers, H. (2006) Wnt/beta‐catenin signaling in development and disease. Cell, 127, 469‐480. 
Cong,  F.,  Schweizer,  L.  and  Varmus,  H.  (2004)  Casein  kinase  Iepsilon  modulates  the  signaling 
specificities of dishevelled. Mol Cell Biol, 24, 2000‐2011. 
Cruciat, C. M., Dolde, C., de Groot, R. E., Ohkawara, B., Reinhard, C., Korswagen, H. C. and Niehrs, 
C. (2013) RNA helicase DDX3 is a regulatory subunit of casein kinase 1 in Wnt‐beta‐catenin 
signaling. Science, 339, 1436‐1441. 
De Groot, R. E., Ganji, R. S., Bernatik, O., Lloyd‐Lewis, B., Seipel, K., Sedova, K., Zdrahal, Z., Dhople, 
V. M., Dale, T., Korswagen, H. C., et al (2014) Huwe1‐mediated ubiquitylation of Dvl defines 
a novel negative feedback loop in the Wnt signaling pathway. Sci. Signal., in press. 
Etheridge, S. L., Ray, S., Li, S., Hamblet, N. S., Lijam, N., Tsang, M., Greer, J., Kardos, N., Wang, J., 
Sussman,  D.  J.,  et  al  (2008)  Murine  dishevelled  3  functions  in  redundant  pathways  with 
dishevelled 1 and 2 in normal cardiac outflow tract, cochlea, and neural tube development. 
PLoS Genet, 4, e1000259. 
Fahmy,  O.  G.  and  Fahmy,  M.  J.  (1959)  Differential  Gene  Response  to  Mutagens  in  Drosophila 
Melanogaster. Genetics, 44, 1149‐1171. 
Foldynova‐Trantirkova, S., Sekyrova, P., Tmejova, K., Brumovska, E., Bernatik, O., Blankenfeldt, W., 
Krejci, P., Kozubik, A., Dolezal, T., Trantirek, L., et al (2010) Breast cancer‐specific mutations 
in CK1epsilon inhibit Wnt/beta‐catenin and activate the Wnt/Rac1/JNK and NFAT pathways 
to decrease cell adhesion and promote cell migration. Breast Cancer Res, 12, R30. 
Fuja, T. J., Lin, F., Osann, K. E. and Bryant, P. J. (2004) Somatic mutations and altered expression of 
the candidate tumor suppressors CSNK1 epsilon, DLG1, and EDD/hHYD in mammary ductal 
carcinoma. Cancer Res, 64, 942‐951. 
Fumoto,  K.,  Kikuchi,  K.,  Gon,  H.  and  Kikuchi,  A.  (2012)  Wnt5a  signaling  controls  cytokinesis  by 
positioning ESCRT‐III to the proper site at the midbody. J Cell Sci. 
Funato, Y., Terabayashi, T., Sakamoto, R., Okuzaki, D., Ichise, H., Nojima, H., Yoshida, N. and Miki, 
H. (2010) Nucleoredoxin sustains Wnt/beta‐catenin signaling by retaining a pool of inactive 
dishevelled protein. Curr Biol, 20, 1945‐1952. 
Gao, C., Cao, W., Bao, L., Zuo, W., Xie, G., Cai, T., Fu, W., Zhang, J., Wu, W., Zhang, X., et al (2010) 
Autophagy  negatively  regulates  Wnt  signalling  by  promoting  Dishevelled  degradation.  Nat 
Cell Biol, 12, 781‐790. 
Gao, C. and Chen, Y. G. (2010) Dishevelled: The hub of Wnt signaling. Cell Signal, 22, 717‐727. 
Gonzalez‐Sancho, J. M., Brennan, K. R., Castelo‐Soccio, L. A. and Brown, A. M. (2004) Wnt proteins 
induce dishevelled phosphorylation via an LRP5/6‐ independent mechanism, irrespective of 
their ability to stabilize beta‐catenin. Mol Cell Biol, 24, 4757‐4768. 
Gonzalez‐Sancho, J. M., Greer, Y. E., Abrahams, C. L., Takigawa, Y., Baljinnyam, B., Lee, K. H., Lee, K. 
S., Rubin, J. S. and Brown, A. M. (2013) Functional consequences of Wnt‐induced dishevelled 
2 phosphorylation in canonical and noncanonical Wnt signaling. J Biol Chem, 288, 9428‐9437. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  18
Hamblet, N. S., Lijam, N., Ruiz‐Lozano, P., Wang, J., Yang, Y., Luo, Z., Mei, L., Chien, K. R., Sussman, 
D.  J.  and  Wynshaw‐Boris,  A.  (2002)  Dishevelled  2  is  essential  for  cardiac  outflow  tract 
development, somite segmentation and neural tube closure. Development, 129, 5827‐5838. 
Hashimoto, M., Shinohara, K., Wang, J., Ikeuchi, S., Yoshiba, S., Meno, C., Nonaka, S., Takada, S., 
Hatta, K., Wynshaw‐Boris, A., et al (2010) Planar polarization of node cells determines the 
rotational axis of node cilia. Nat Cell Biol, 12, 170‐176. 
Hu, T., Li, C., Cao, Z., Van Raay, T. J., Smith, J. G., Willert, K., Solnica‐Krezel, L. and Coffey, R. J. 
(2010)  Myristoylated  Naked2  antagonizes  Wnt‐beta‐catenin  activity  by  degrading 
Dishevelled‐1 at the plasma membrane. J Biol Chem, 285, 13561‐13568. 
Chaki, M., Airik, R., Ghosh, A. K., Giles, R. H., Chen, R., Slaats, G. G., Wang, H., Hurd, T. W., Zhou, 
W., Cluckey, A., et al (2012) Exome capture reveals ZNF423 and CEP164 mutations, linking 
renal ciliopathies to DNA damage response signaling. Cell, 150, 533‐548. 
Chen, W., ten Berge, D., Brown, J., Ahn, S., Hu, L. A., Miller, W. E., Caron, M. G., Barak, L. S., Nusse, 
R.  and  Lefkowitz,  R.  J.  (2003)  Dishevelled  2  recruits  beta‐arrestin  2  to  mediate  Wnt5A‐
stimulated endocytosis of Frizzled 4. Science, 301, 1391‐1394. 
Chen, Z. J. and Sun, L. J. (2009) Nonproteolytic functions of ubiquitin in cell signaling. Mol Cell, 33, 
275‐286. 
Jung, H., Kim, B. G., Han, W. H., Lee, J. H., Cho, J. Y., Park, W. S., Maurice, M. M., Han, J. K., Lee, M. 
J.,  Finley,  D.,  et  al  (2013)  Deubiquitination  of  Dishevelled  by  Usp14  is  required  for  Wnt 
signaling. Oncogenesis, 2, e64. 
Kibardin,  A.,  Ossipova,  O.  and  Sokol,  S.  Y.  (2006)  Metastasis‐associated  kinase  modulates  Wnt 
signaling to regulate brain patterning and morphogenesis. Development, 133, 2845‐2854. 
Kikuchi, K., Niikura, Y., Kitagawa, K. and Kikuchi, A. (2010) Dishevelled, a Wnt signalling component, 
is involved in mitotic progression in cooperation with Plk1. Embo J. 
Kim, W., Bennett, E. J., Huttlin, E. L., Guo, A., Li, J., Possemato, A., Sowa, M. E., Rad, R., Rush, J., 
Comb, M. J., et al (2011) Systematic and quantitative assessment of the ubiquitin‐modified 
proteome. Mol Cell, 44, 325‐340. 
Kinoshita,  N.,  Iioka,  H.,  Miyakoshi,  A.  and  Ueno,  N.  (2003)  PKC  delta  is  essential  for  Dishevelled 
function  in  a  noncanonical  Wnt  pathway  that  regulates  Xenopus  convergent  extension 
movements. Genes Dev, 17, 1663‐1676. 
Kioussi,  C.,  Briata,  P.,  Baek,  S.  H.,  Rose,  D.  W.,  Hamblet,  N.  S.,  Herman,  T.,  Ohgi,  K.  A.,  Lin,  C., 
Gleiberman,  A.,  Wang,  J.,  et  al  (2002)  Identification  of  a  Wnt/Dvl/beta‐Catenin  ‐‐>  Pitx2 
pathway mediating cell‐type‐specific proliferation during development. Cell, 111, 673‐685. 
Kishida, M., Hino, S., Michiue, T., Yamamoto, H., Kishida, S., Fukui, A., Asashima, M. and Kikuchi, A. 
(2001) Synergistic activation of the Wnt signaling pathway by Dvl and casein kinase Iepsilon. J 
Biol Chem, 276, 33147‐33155. 
Klimowski, L. K., Garcia, B. A., Shabanowitz, J., Hunt, D. F. and Virshup, D. M. (2006) Site‐specific 
casein  kinase  1epsilon‐dependent  phosphorylation  of  Dishevelled  modulates  beta‐catenin 
signaling. Febs J. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  19
Klingensmith,  J.,  Nusse,  R.  and  Perrimon,  N.  (1994)  The  Drosophila  segment  polarity  gene 
dishevelled encodes a novel protein required for response to the wingless signal. Genes Dev, 
8, 118‐130. 
Klingensmith,  J.,  Yang,  Y.,  Axelrod,  J.  D.,  Beier,  D.  R.,  Perrimon,  N.  and  Sussman,  D.  J.  (1996) 
Conservation  of  dishevelled  structure  and  function  between  flies  and  mice:  isolation  and 
characterization of Dvl2. Mech Dev, 58, 15‐26. 
Krasnow,  R.  E.,  Wong,  L.  L.  and  Adler,  P.  N.  (1995)  Dishevelled  is  a  component  of  the  frizzled 
signaling pathway in Drosophila. Development, 121, 4095‐4102. 
Kriz,  V.,  Pospichalova,  V.,  Masek,  J.,  Kilander,  M.  B.,  Slavik,  J.,  Tanneberger,  K.,  Schulte,  G., 
Machala, M., Kozubik, A., Behrens, J., et al (2014) beta‐Arrestin Promotes Wnt‐induced Low 
Density  Lipoprotein  Receptor‐related  Protein  6  (Lrp6)  Phosphorylation  via  Increased 
Membrane Recruitment of Amer1 Protein. J Biol Chem, 289, 1128‐1141. 
Kuhl, M. (2004) The WNT/calcium pathway: biochemical mediators, tools and future requirements. 
Front Biosci, 9, 967‐974. 
Kusakabe,  M.  and  Nishida,  E.  (2004)  The  polarity‐inducing  kinase  Par‐1  controls  Xenopus 
gastrulation in cooperation with 14‐3‐3 and aPKC. EMBO J, 23, 4190‐4201. 
Lee, J. S., Ishimoto, A. and Yanagawa, S. (1999) Characterization of mouse dishevelled (Dvl) proteins 
in Wnt/Wingless signaling pathway. J Biol Chem, 274, 21464‐21470. 
Lee, K. H., Johmura, Y., Yu, L. R., Park, J. E., Gao, Y., Bang, J. K., Zhou, M., Veenstra, T. D., Yeon Kim, 
B. and Lee, K. S. (2012) Identification of a novel Wnt5a‐CK1varepsilon‐Dvl2‐Plk1‐mediated 
primary cilia disassembly pathway. EMBO J, 31, 3104‐3117. 
Lijam,  N.,  Paylor,  R.,  McDonald,  M.  P.,  Crawley,  J.  N.,  Deng,  C.  X.,  Herrup,  K.,  Stevens,  K.  E., 
Maccaferri, G., McBain, C. J., Sussman, D. J., et al (1997) Social interaction and sensorimotor 
gating abnormalities in mice lacking Dvl1. Cell, 90, 895‐905. 
Lu,  W.,  Yamamoto,  V.,  Ortega,  B.  and  Baltimore,  D.  (2004)  Mammalian  Ryk  is  a  Wnt  coreceptor 
required for stimulation of neurite outgrowth. Cell, 119, 97‐108. 
Mahuzier, A., Gaude, H. M., Grampa, V., Anselme, I., Silbermann, F., Leroux‐Berger, M., Delacour, 
D.,  Ezan,  J.,  Montcouquiol,  M.,  Saunier,  S.,  et  al  (2012)  Dishevelled  stabilization  by  the 
ciliopathy protein Rpgrip1l is essential for planar cell polarity. J Cell Biol, 198, 927‐940. 
Mali, P., Yang, L., Esvelt, K. M., Aach, J., Guell, M., DiCarlo, J. E., Norville, J. E. and Church, G. M. 
(2013) RNA‐guided human genome engineering via Cas9. Science, 339, 823‐826. 
Miyazaki, K., Fujita, T., Ozaki, T., Kato, C., Kurose, Y., Sakamoto, M., Kato, S., Goto, T., Itoyama, Y., 
Aoki, M., et al (2004) NEDL1, a novel ubiquitin‐protein isopeptide ligase for dishevelled‐1, 
targets mutant superoxide dismutase‐1. J Biol Chem, 279, 11327‐11335. 
Noordermeer, J., Klingensmith, J., Perrimon, N. and Nusse, R. (1994) dishevelled and armadillo act 
in the wingless signalling pathway in Drosophila. Nature, 367, 80‐83. 
Ossipova,  O.,  Dhawan,  S.,  Sokol,  S.  and  Green,  J.  B.  (2005)  Distinct  PAR‐1  proteins  function  in 
different branches of Wnt signaling during vertebrate development. Dev Cell, 8, 829‐841. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  20
Pan, W., Choi, S. C., Wang, H., Qin, Y., Volpicelli‐Daley, L., Swan, L., Lucast, L., Khoo, C., Zhang, X., 
Li,  L.,  et  al  (2008)  Wnt3a‐mediated  formation  of  phosphatidylinositol  4,5‐bisphosphate 
regulates LRP6 phosphorylation. Science, 321, 1350‐1353. 
Park, T. J., Gray, R. S., Sato, A., Habas, R. and Wallingford, J. B. (2005) Subcellular localization and 
signaling  properties  of  dishevelled  in  developing  vertebrate  embryos.  Curr  Biol,  15,  1039‐
1044. 
Park, T. J., Mitchell, B. J., Abitua, P. B., Kintner, C. and Wallingford, J. B. (2008) Dishevelled controls 
apical docking and planar polarization of basal bodies in ciliated epithelial cells. Nat Genet, 
40, 871‐879. 
Peters, J. M., McKay, R. M., McKay, J. P. and Graff, J. M. (1999) Casein kinase I transduces Wnt 
signals. Nature, 401, 345‐350. 
Rosso,  S.  B.,  Sussman,  D.,  Wynshaw‐Boris,  A.  and  Salinas,  P.  C.  (2005)  Wnt  signaling  through 
Dishevelled, Rac and JNK regulates dendritic development. Nat Neurosci, 8, 34‐42. 
Seifert, J. R. and Mlodzik, M. (2007) Frizzled/PCP signalling: a conserved mechanism regulating cell 
polarity and directed motility. Nat Rev Genet, 8, 126‐138. 
Semenov,  M.  V.,  Habas,  R.,  Macdonald,  B.  T.  and  He,  X.  (2007)  SnapShot:  Noncanonical  Wnt 
Signaling Pathways. Cell, 131, 1378. 
Shan, J., Zhang, X., Bao, J., Cassell, R. and Zheng, J. J. (2012) Synthesis of potent dishevelled PDZ 
domain  inhibitors  guided  by  virtual  screening  and  NMR  studies.  Chemical  biology  &  drug 
design, 79, 376‐383. 
Shnitsar,  I.  and  Borchers,  A.  (2008)  PTK7  recruits  dsh  to  regulate  neural  crest  migration. 
Development, 135, 4015‐4024. 
Schambony,  A.  and  Wedlich,  D.  (2007)  Wnt‐5A/Ror2  regulate  expression  of  XPAPC  through  an 
alternative noncanonical signaling pathway. Dev Cell, 12, 779‐792. 
Schwarz‐Romond, T., Fiedler, M., Shibata, N., Butler, P. J., Kikuchi, A., Higuchi, Y. and Bienz, M. 
(2007) The DIX domain of Dishevelled confers Wnt signaling by dynamic polymerization. Nat 
Struct Mol Biol, 14, 484‐492. 
Simons, M., Gault, W. J., Gotthardt, D., Rohatgi, R., Klein, T. J., Shao, Y., Lee, H. J., Wu, A. L., Fang, 
Y.,  Satlin,  L.  M.,  et  al  (2009)  Electrochemical  cues  regulate  assembly  of  the 
Frizzled/Dishevelled complex at the plasma membrane during planar epithelial polarization. 
Nat Cell Biol, 11, 286‐294. 
Simons, M., Gloy, J., Ganner, A., Bullerkotte, A., Bashkurov, M., Kronig, C., Schermer, B., Benzing, 
T.,  Cabello,  O.  A.,  Jenny,  A.,  et  al  (2005)  Inversin,  the  gene  product  mutated  in 
nephronophthisis type II, functions as a molecular switch between Wnt signaling pathways. 
Nat Genet, 37, 537‐543. 
Singh,  J.,  Yanfeng,  W.  A.,  Grumolato,  L.,  Aaronson,  S.  A.  and  Mlodzik,  M.  (2010)  Abelson  family 
kinases regulate Frizzled planar cell polarity signaling via Dsh phosphorylation. Genes Dev, 24, 
2157‐2168. 
Sun, T. Q., Lu, B., Feng, J. J., Reinhard, C., Jan, Y. N., Fantl, W. J. and Williams, L. T. (2001) PAR‐1 is a 
Dishevelled‐associated kinase and a positive regulator of Wnt signalling. Nat Cell Biol, 3, 628‐
636. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  21
Sussman,  D.  J.,  Klingensmith,  J.,  Salinas,  P.,  Adams,  P.  S.,  Nusse,  R.  and  Perrimon,  N.  (1994) 
Isolation and characterization of a mouse homolog of the Drosophila segment polarity gene 
dishevelled. Dev Biol, 166, 73‐86. 
Swiatek, W., Tsai, I. C., Klimowski, L., Pepler, A., Barnette, J., Yost, H. J. and Virshup, D. M. (2004) 
Regulation of casein kinase I epsilon activity by Wnt signaling. J Biol Chem, 279, 13011‐13017. 
Tanegashima, K., Zhao, H. and Dawid, I. B. (2008) WGEF activates Rho in the Wnt‐PCP pathway and 
controls convergent extension in Xenopus gastrulation. Embo J, 27, 606‐617. 
Tanneberger, K., Pfister, A. S., Brauburger, K., Schneikert, J., Hadjihannas, M. V., Kriz, V., Schulte, 
G.,  Bryja,  V.  and  Behrens,  J.  (2011)  Amer1/WTX  couples  Wnt‐induced  formation  of 
PtdIns(4,5)P2 to LRP6 phosphorylation. Embo J, 30, 1433‐1443. 
Tauriello, D. V., Haegebarth, A., Kuper, I., Edelmann, M. J., Henraat, M., Canninga‐van Dijk, M. R., 
Kessler, B. M., Clevers, H. and Maurice, M. M. (2010) Loss of the tumor suppressor CYLD 
enhances Wnt/beta‐catenin signaling through K63‐linked ubiquitination of Dvl. Mol Cell, 37, 
607‐619. 
Tauriello, D. V., Jordens, I., Kirchner, K., Slootstra, J. W., Kruitwagen, T., Bouwman, B. A., Noutsou, 
M., Rudiger, S. G., Schwamborn, K., Schambony, A., et al (2012) Wnt/beta‐catenin signaling 
requires  interaction  of  the  Dishevelled  DEP  domain  and  C  terminus  with  a  discontinuous 
motif in Frizzled. Proc Natl Acad Sci U S A, 109, E812‐820. 
Theisen, H., Purcell, J., Bennett, M., Kansagara, D., Syed, A. and Marsh, J. L. (1994) dishevelled is 
required  during  wingless  signaling  to  establish  both  cell  polarity  and  cell  identity. 
Development, 120, 347‐360. 
Torban, E., Kor, C. and Gros, P. (2004) Van Gogh‐like2 (Strabismus) and its role in planar cell polarity 
and convergent extension in vertebrates. Trends Genet, 20, 570‐577. 
Tsang, M., Lijam, N., Yang, Y., Beier, D. R., Wynshaw‐Boris, A. and Sussman, D. J. (1996) Isolation 
and characterization of mouse dishevelled‐3. Dev Dyn, 207, 253‐262. 
Tsuji,  T.,  Ohta,  Y.,  Kanno,  Y.,  Hirose,  K.,  Ohashi,  K.  and  Mizuno,  K.  (2010)  Involvement  of  p114‐
RhoGEF and Lfc in Wnt‐3a‐ and Dishevelled‐Induced RhoA Activation and Neurite Retraction 
in N1E‐115 Mouse Neuroblastoma Cells. Mol Biol Cell, 21, 3590‐3600. 
Wallingford,  J.  B.  and  Habas,  R.  (2005)  The  developmental  biology  of  Dishevelled:  an  enigmatic 
protein governing cell fate and cell polarity. Development, 132, 4421‐4436. 
Wei, W., Li, M., Wang, J., Nie, F. and Li, L. (2012) The E3 ubiquitin ligase ITCH negatively regulates 
canonical Wnt signaling by targeting dishevelled protein. Mol Cell Biol, 32, 3903‐3912. 
Willert, K., Brink, M., Wodarz, A., Varmus, H. and Nusse, R. (1997) Casein kinase 2 associates with 
and phosphorylates dishevelled. Embo J, 16, 3089‐3096. 
Witte,  F.,  Bernatik,  O.,  Kirchner,  K.,  Masek,  J.,  Mahl,  A.,  Krejci,  P.,  Mundlos,  S.,  Schambony,  A., 
Bryja,  V.  and  Stricker,  S.  (2010)  Negative  regulation  of  Wnt  signaling  mediated  by  CK1‐
phosphorylated Dishevelled via Ror2. Faseb J, 24, 2417‐2426. 
Wong, H. C., Bourdelas, A., Krauss, A., Lee, H. J., Shao, Y., Wu, D., Mlodzik, M., Shi, D. L. and Zheng, 
J. (2003) Direct binding of the PDZ domain of Dishevelled to a conserved internal sequence in 
the C‐terminal region of Frizzled. Mol Cell, 12, 1251‐1260. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  22
Wong, H. C., Mao, J., Nguyen, J. T., Srinivas, S., Zhang, W., Liu, B., Li, L., Wu, D. and Zheng, J. (2000) 
Structural  basis  of  the  recognition  of  the  dishevelled  DEP  domain  in  the  Wnt  signaling 
pathway. Nat Struct Biol, 7, 1178‐1184. 
Yanfeng,  W.  A.,  Berhane,  H.,  Mola,  M.,  Singh,  J.,  Jenny,  A.  and  Mlodzik,  M.  (2011)  Functional 
dissection of phosphorylation of Disheveled in Drosophila. Dev Biol, 360, 132‐142. 
Yang, Y., Liu, M., Li, D., Ran, J., Gao, J., Suo, S., Sun, S. C. and Zhou, J. (2014) CYLD regulates spindle 
orientation  by  stabilizing  astral  microtubules  and  promoting  dishevelled‐NuMA‐
dynein/dynactin complex formation. Proc Natl Acad Sci U S A, 111, 2158‐2163. 
Yokoyama, N., Markova, N. G., Wang, H. Y. and Malbon, C. C. (2012) Assembly of Dishevelled 3‐
based supermolecular complexes via phosphorylation and Axin. J Mol Signal, 7, 8. 
Zhang, L., Gao, X., Wen, J., Ning, Y. and Chen, Y. G. (2006) Dapper 1 antagonizes Wnt signaling by 
promoting dishevelled degradation. J Biol Chem, 281, 8607‐8612. 
Zhang, Y., Appleton, B. A., Wiesmann, C., Lau, T., Costa, M., Hannoush, R. N. and Sidhu, S. S. (2009) 
Inhibition of Wnt signaling by Dishevelled PDZ peptides. Nat Chem Biol, 5, 217‐219. 
 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  23
5.  List  of  primary  research  articles  representing  author´s  contribution  to  the 
understanding of Dvl function in the Wnt pathways (attachments) 
 
The  list  of  attachments  summarized  below  represents  a  selection  of  20  primary  research 
articles (out of 67 author´s records available on Pubmed on Feb 21, 2014), which are directly 
related to the topic of the habilitation. These attachments provide comprehensive overview 
of  V.  Bryja´s  contribution  to  the  biology  of  Dishevelled.  Individual  articles  are  presented 
without  supplementary  information  in  the  printed  version  of  the  thesis.  Full  version  is 
available on the attached CD. 
 
1. Schulte 
G, Bryja V, Rawal N, Castelo‐Branco G, Sousa KM, Arenas E (2005): Purified HA‐Wnt5a 
increases differentiation of dopaminergic precursor cells. J. Neurochem 92:1550‐3. 
2. Bryja V, Schulte G, Arenas E (2007): Wnt‐3a utilizes a novel low dose and rapid pathway that 
does not require casein kinase 1‐mediated phosphorylation of Dvl to activate ‐catenin. 
Cell. Signal. 19: 610‐616. 
3. Bryja  V,  Schulte 
G,  Rawal  N,  Grahn  A,  Arenas  E  (2007):  Wnt‐5a  induces  Dishevelled 
phosphorylation and dopaminergic differentiation via a CK1‐dependent mechanism. J. Cell 
Sci. 120: 586‐595. 
4. Bryja V, Čajánek L, Grahn A, Schulte G (2007): Inhibition of endocytosis blocks Wnt signalling to 
‐catenin by promoting dishevelled degradation. Acta Physiol.(Oxford) 190 (1): 53‐59 
5. Bryja V, Gradl D, Schambony A, Arenas E, Schulte G (2007): ‐arrestin is a necessary component 
of Wnt/‐catenin signaling in vitro and in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 104: 6690‐6695. 
6. Bryja V, Schambony A, Čajánek L, Dominguez I, Arenas E, Schulte G (2008): beta‐Arrestin and 
casein  kinase  1/2  define  distinct  branches  of  non‐canonical  WNT  signalling  pathways. 
EMBO Rep. 9(12): 1244‐50. Featured article. 
7. Bryja V, Andersson ER, Schambony A, Esner M, Bryjová L, Biris KK, Hall AC, Kraft B, Cajanek L, 
Yamaguchi  TP,  Buckingham  M,  Arenas  E.  (2009):  The  Extracellular  Domain  of  Lrp5/6 
Inhibits Non‐Canonical Wnt Signaling in vivo. Mol Biol Cell. 20: 924‐936. Cover article. 
8. Andersson T, Södersten E, Duckworth JK, Cascante A, Fritz N, Sacchetti P, Cervenka I, Bryja V, 
Hermanson  O  (2009):  CXXC5  is  a  novel  BMP4‐regulated  modulator  of  Wnt‐signaling  in 
neural stem cells. J Biol Chem. 284(6):3672‐81. 
9. Witte F, Bernatik O, Kirchner K, Masek J, Mahl A, Krejci P, Mundlos S, Schambony A, Bryja V, 
Stricker S. (2010): Negative regulation of Wnt signaling mediated by CK1‐phosphorylated 
Dishevelled via Ror2. FASEB J. 24(7):2417‐26. 
10. Foldynova‐Trantirkova S, Sekyrova P, Tmejova K, Brumovska E, Bernatik O, Blankenfeldt W, Krejci 
P, Kozubik A, Dolezal T, Trantirek L, Bryja V. (2010): Breast cancer‐specific mutations in 
CK1epsilon inhibit Wnt/beta‐catenin and activate the Wnt/Rac1/JNK and NFAT pathways 
to  decrease  cell  adhesion  and  promote  cell  migration.  Breast  Cancer  Res.  2010  May 
27;12(3):R30. 
Vítězslav Bryja, 2014 
 
  24
11. K. Tanneberger, A.S. Pfister, K. Brauburger, J. Schneikert, M.V. Hadjihannas, V. Kriz, G. Schulte, V. 
Bryja and J. Behrens (2011): Amer1/WTX couples Wnt‐induced formation of PtdIns(4,5)P2 
to LRP6 phosphorylation. EMBO J. 30: 1433‐1443.  
12. Bernatik O, Sri Ganji R, Cervenka I, Polonio T, Schulte G, Bryja V (2011): Sequential activation and 
inactivation  of  Dishevelled  in  the  Wnt/‐catenin  pathway  by  casein  kinases.  J.  Biol. 
Chemistry 286: 10396‐10410. 
13. Chaki M, Airik R, Ghosh AK, Giles RH, Chen R, Slaats GG, Wang H, Hurd TW, Zhou W, Cluckey A, 
Gee HY, Ramaswami G, Hong CJ, Hamilton BA, Cervenka I, Ganji RS, Bryja V, Arts HH, van 
Reeuwijk  J,  Oud  MM,  Letteboer  SJ,  Roepman  R,  Husson  H,  Ibraghimov‐Beskrovnaya  O, 
Yasunaga  T,  Walz  G,  Eley  L,  Sayer  JA,  Schermer  B,  Liebau  MC,  Benzing  T,  Le  Corre  S, 
Drummond I, Janssen S, Allen SJ, Natarajan S, O'Toole JF, Attanasio M, Saunier S, Antignac 
C, Koenekoop RK, Ren H, Lopez I, Nayir A, Stoetzel C, Dollfus H, Massoudi R, Gleeson JG, 
Andreoli SP, Doherty DG, Lindstrad A, Golzio C, Katsanis N, Pape L, Abboud EB, Al‐Rajhi 
AA, Lewis RA, Omran H, Lee EY, Wang S, Sekiguchi JM, Saunders R, Johnson CA, Garner E, 
Vanselow K, Andersen JS, Shlomai J, Nurnberg G, Nurnberg P, Levy S, Smogorzewska A, 
Otto  EA,  Hildebrandt  F.  (2012):  Exome  Capture  Reveals  ZNF423  and CEP164 Mutations, 
Linking Renal Ciliopathies to DNA Damage Response Signaling. Cell. 150(3): 533‐48. 
14. L.  Čajánek,  R.  Sri  Ganji,  C.  Henriques‐Oliveira,  P.  Koník,  S.  Theofilopoulos,  V.  Bryja,  E.  Arenas 
(2013):  Tiam1  regulates  the  Wnt/Dvl/Rac1  signaling  pathway  and  the  differentiation  of 
midbrain dopaminergic neurons. Mol. Cell. Biol. 33(1):59‐70. 
15. A. Soldano, Z. Okray, P. Janovská, K. Tmejová, E. Reynaud, A. Claeys, J. Yan, B. De Strooper, J.‐M. 
Dura,  V.  Bryja,  B.  A.  Hassan  (2013):  The  Amyloid  Precursor  Proteins  are  conserved 
modulators of the Wnt/PCP pathway required for robustness of axonal outgrowth. PLoS 
Biol. 11(5):e1001562.  
16. Kriz V, Pospichalova V, Masek J, Kilander MB, Slavik J, Tanneberger K, Schulte G, Machala M, 
Kozubik  A,  Behrens  J,  Bryja  V.  (2014):  β‐arrestin  promotes  Wnt‐induced  Lrp6 
phosphorylation  via  increased  membrane  recruitment  of  Amer1.  J  Biol  Chem.  289  (2): 
1128 –1141. 
17. K. Seitz, V. Dürsch, J. Harnoš, V. Bryja, M. Gentzel, A. Schambony (2014): β‐Arrestin interacts with 
the  beta/gamma  subunits  of  trimeric  G  proteins  and  Dishevelled  in  the  Wnt‐/Ca2+ 
pathway in Xenopus gastrulation. Plos ONE 9(1):e87132. 
18. R. de Groot; R. Sri Ganji; O. Bernatik; B. Lloyd‐Lewis; K. Seipel; K. Šedová; Z. Zdráhal; V.M. Dhople; 
T. Dale; H. Korswagen*, V. Bryja*. Huwe1‐mediated ubiquitylation of Dvl defines a novel 
negative feedback loop in the Wnt signaling pathway. Sci. Signal. (in press). 
19. M.B.C Kilander, J. Petersen, J. Dahlström, R. Sri Ganji, J. Schuster, N. Dahl, V. Bryja, G. Schulte. 
Preassembly of human Frizzled 6 with heterotrimeric Gαi2 is selectively impaired by the 
pathogenic Frizzled 6 Arg511Cys mutation and is regulated by Disheveled. FASEB J. (fj.13‐
246363. Published online February 7, 2014). 
20. O.  Bernatík,  K.  Šedová,  R.  Sri  Ganji,  I.  Červenka,  L.  Trantírek,  Z.  Zdráhal,  V.  Bryja.  Functional 
analysis of Dishevelled‐3 phosphorylation identifies distinct mechanisms driven by Casein 
Kinase 1e and Fzd5 (J. Biol. Chem., in revision).