1. úloha.
Izolace a purifikace plazmidové DNA (princip metody)
Pro izolaci plazmidové DNA z buněk se používá řada různých metod. Tyto metody vždy zahrnují
tři základní kroky: růst bakteriální kultury, izolaci bakterií a jejich lyzi, purifikaci
plazmidové DNA.
Růst bakteriální kultury
Plazmidy se nejčastěji izolují z bakteriální kultury (rostoucí v médiu obsahující příslušné
antibiotikum), která byla inokulována jednou kolonií odpíchnutou z agarové plotny. Většina
plazmidových vektorů používaných v současné době (např. pUC řada) se replikuje jako
vícekopiové vektory a je u nich možné dosáhnout vysokého výtěžku při izolaci z kultury, která
rostla ve standardním LB médiu do logaritmické fáze růstu.
Izolace a lyze bakterií
Bakterie jsou získány centrifugací a lyzovány jednou z mnoha metod zahrnujících působení
detergentů, organických rozpouštědel, alkalického pH nebo tepla. Volba jedné z těchto metod
závisí na velikosti plazmidu, bakteriálním kmeni a metodě, která bude následně použita pro
purifikaci plazmidové DNA:
1. Velké plazmidy (> 15 kb), které jsou citlivé na poškození, by měly být izolovány metodou
minimalizující působení fyzikálních sil (lyze dodecylsulfátem sodným).
2. Pro malé plazmidy je možné použít více metod. Po přidání EDTA a v některých případech
lysozymu jsou buňky vystaveny působení detergentu a lyzovány varem nebo alkalicky. To způsobí
denaturaci chromozomální DNA, která je obvykle již ve formě lineárních fragmentů. Naproti tomu
vlákna plazmidové DNA, tvořená kovalentně uzavřenými molekulami se při denaturaci
nerozcházejí, protože jsou vzájemně propletená a mohou na rozdíl od lineárních fragmentů
rychle renaturovat.
3. Lyze varem není doporučována při izolaci z kmenů produkujících endonukleázu A. Endonukleáza
A není varem kompletně inaktivována a plazmidová DNA může být degradována během následných
inkubací za přítomnosti Mg2+. Tomuto problému lze předejít zařazením extrakce s
fenol:chloroformem.
Purifikace plazmidové DNA
Proteiny odstraňujeme extrakcí směsí fenol:chloroform:isoamylalkohol (25:24:1) a poté
chloroform:isoamylalkohol (24:1).
Precipitaci DNA provádíme 96 % ethanolem po přidání 3M octanu sodného.
Odstranění RNA provádíme působením pankreatickou RNázou.
Vysoce čisté kovalentně uzavřené kružnicové DNA je možné získat po centrifugaci v gradientu
CsCl-ethidium bromid.
Z dalčích metod je možné použít pro purifikaci plazmidové DNA precipitaci polyetylénglykolem,
chromatografii a komerční metody.
Izolace DNA plazmidu pUC18 metodou alkalické lyze (protokol).
1.Naočkovat jednu bakteriální kolonii do 2 ml LB media obsahujícího ampicilin (100 mg/ml).
Inkubovat kulturu přes noc při 37°C za intenzivního třepání.
2.Přenést 1,5 ml kultury do mikrocentrifugační zkumavky. Centrifugovat při 12 000 g 5 minut
při 4 °C na mikrofuze.
3.Odsát médium pasterkou (nebo slít) tak aby bakteriální pelet zůstal co nejsušší.
4.Resuspendovat bakteriální pelet ve 100 ml roztoku A.
Roztok A (TEGlu pufr)
50 mM glukóza
25 mM Tris.Cl (pH 8,0)
10 mM EDTA
Roztok sterilizovat autoklávováním 15 minut / 121 °C a uchovávat při 4 °C
Přidat lysozym do konečné koncentrace 500mg/ml a RNázu do konečné koncentrace 10 mg/ml.
Intenzivně promíchat na vortexu.
5.Přidat 200 ml čerstvě připraveného roztoku B.
Roztok B
0,2 M NaOH (čerstvě naředěné z 10 M zásobního roztoku)
1 % SDS
Opatrně promíchat několikerým převracením zkumavky. Uložit zkumavku na ledu 5 min.
6.Přidat 150 ml roztoku C předem vychlazeného na ledu.
Roztok C
5 M octan draselný 60 ml
ledová kyselina octová 11,5 ml
H2O 28,5 ml
Výsledný roztok je 3M ve vztahu k K+ a 5 M ve vztahu k acetátu.
Promíchat několikerým převracením zkumavky. Uložit zkumavku na ledu 5 -10 min.
7.Centrifugovat při 12 000 g/10 min/4 °C na mikrofuze. Přenést supernatant do čisté zkumavky.
8.Přidat stejné množství fenol:chloroformu, několikrát protřepat a centrifugovat při 12 000
g/5 min/4 °C na mikrofuze. Přenést supernatant do čisté zkumavky.Opakovat extrakci s
chloroformem.
9.Přidat 1/10 objemu 3 M octanu sodného pH 5,2, promíchat a vysrážet dsDNA dvěma objemy
vychlazeného 96% ethanolu. Nechat směs stát 10 min při -70 °C.
10.Centrifugovat vysráženou DNA při 12 000 g/15 min/4 °C na mikrofuze.
11.Promýt 1 ml 70 % ethanolu (nechat stát 10 min při pokojové teplotě).
12.Odsát supernatant pasterkou, odstranit všechny kapky ze stěn zkumavky a zkumavku nechat
vyschnout v obracené poloze na filtračním papíru při pokojové teplotě.
13.Rozpustit DNA v 50 ml TE pufru pH 8,0. Uchovávat při -20 °C nebo krátkodobě při 4 °C.
TE pufr
10 mM Tris.Cl, pH 8,
Roztok A (TEGLU): 25mM Tris-HCl (pH 8,0) 10mM EDTA 50mM glukóza, (chlazený)
Roztok B: 0,2M NaOH, 1% SDS (čerstvý)
Roztok C: 3M octan draselný, pH = 5,2 (chlazený)
Sevageova směs: chloroform : izoamylalkohol (24 : 1)
TE-pufr (Tris-EDTA) 10 mM Tris-HCl; 1mM EDTA
2. úloha
Spektrofotometrické stanovení koncentrace a čistoty DNA
Znalost přesné koncentrace DNA je podmínkou úspěšného provedení ředy molekulárněbiologických
metod, jako transformace, transfekce, enzymové reakce s DNA při štěpení restrikčními
endonukleázami a klonování, mapování, sekvencování a pod.
Spektrofotometrické stanovení je založeno na poznatku, že roztoky DNA pohlcují UV záření.
Záření je pohlcováno pyrimidinovými a purinovými bázemi DNA. Dochází k excitaci jejich
chemických vazeb, což má za následek postupnou degradaci DNA. Absorpční maxima jednotlivých
nukleotidů se navzájem poněkud liší: dATP ... 259 nm, dCTP ... 271 nm, dGTP ... 253 nm, dTTP
... 267 nm. DNA absorbuje maximálně UV záření o vlnové délce 260 nm.
Množství pohlceného UV záření je přímo úměrné koncentraci DNA v roztoku a vyjadřuje se
hodnotami absorbance:
,
kde I0 je množství vcházejícího světla a I je množství světla propuštěného. Nejpřesnější je
stanovení absorbance v rozmezí od 0,1 do 1,0.
Při stanovení koncentrace DNA platí následující vztahy:
ds DNA A260 = 1 odpovídá 50
mg/ml
ss DNA A260 = 1 odpovídá 33
mg/ml
jednořetězcové oligonukleotidy A260 = 1 odpovídá 20 mg/ml
(ss RNA A260 = 1 odpovídá 40
mg/ml)
Tyto vztahy platí pro optickou dráhu 1 cm (tj. šířka kyvety). Jako rozpouštědla se při
spektrofotometrickém stanovení koncentrace DNA používá obvykle destilované vody, TE pufru, SSC
pufru nebo fosfátového pufru.
Výhodou spektrofotometrického stanovení je jeho přesnost a současná možnost posoudit čistotu
preparátu. Čistotu DNA lze stanovit z poměrů absorbancí při různých vlnových délkách. Pro
čistou DNA platí tyto hodnoty:
A280/A260 = 0,550 A260/A280 = 1,80 až 1,85
A230/A260 = 0,455 A260/A230 = 2,20
Pro čistou RNA platí poměr: A260/A280 = 2,0.
Při kontaminaci preparátu proteiny jsou vypočtené poměry absorbancí výrazně nižší a
koncentraci DNA nelze přesně stanovit. Stupeň znečištění DNA lze posoudit rovněž proměřením
absorbance vzorku v rozsahu vlnových délek 230 - 300 nm a vyhodnocením získané křivky.
V případě silného znečištění DNA je třeba provést její přečištění. Podle toho čím je DNA
znečištěna použije se některý z níže uvedených postupů:
- odstrannění fenolu: dialýza, extrakce chloroformem
- odstranění proteinů: opakovaná deproteinace chloroformem. Lze použít rovněž enzymové
degradace proteinů pomocí pronázy nebo proteinázy.
- odstranění RNA: enzymová degradace pomocí RNázy nebo specifické precipitační postupy.
3. úloha
Štěpení DNA restrikčními endonukleázami
Každý restrikční enzym vyžaduje optimální reakční podmínky, které jsou uváděny výrobcem v
katalogu nebo jsou uvedeny v literatuře. Hlavní faktory, které výrazně ovlivňují rychlost a
specifičnost štěpení, jsou teplota a složení reakčního pufru. Zatímco požadavky na teplotu
jsou většinou dosti vyhraněné, rozdíly ve složení pufrů bývají často malé. Proto lze pro
určitou skupinu restrikčních enzymů používat stejného pufru. Podle složení restrikčních pufrů
lze enzymy rozdělit do tří základních skupin, a to na enzymy které pracují při nízké, střední
a vysoké iontové síle pufru. Složení těchto pufrů je následující:
Obvykle jsou výše uvedené pufry připravovány jako 10× koncentrované zásobní roztoky, které se
skladují při -20 °C.
Provedení vlastního štěpení DNA
Reakce se obvykle provádí s 0,2 - 1 mg DNA v celkovém objemu 20 ml reakční směsi.
Postup:
1.Roztok DNA smíchat ve sterilní Eppendorfově zkumavce se sterilní destilovanou vodou tak, aby
množství DNA bylo 0,2 - 1 mg a celkový objem 18 ml.
2.Přidat 2 ml příslušného 10× koncentrovaného restrikčního pufru a dobře promíchat.
3.Přidat jednu jednotku restrikčního enzymu a dobře promíchat.
Jednotka enzymu je obvykle definovaná jako množství enzymu vyžadované pro rozštěpení 1 mg DNA
kompletně během jedné hodiny v doporučeném pufru a při doporučené teplotě v 20 ml reakční
směsi.
4.Inkubovat po příslušnou dobu za příslušné teploty.
5.Zastavit reakci přidáním 0,5 M EDTA do konečné koncentrace 20 mM. Reakci lze zastavit rovněž
zahřátím reakční směsi na 65 °C po dobu 10 min. Pokud má být DNA analyzována přímo na gelu,
přidat nanášecí barvivo (5:1) na nanést na gel.
Poznámky k práci s restrikčními enzymy
Restrikční enzymy jsou drahé, proto je třeba dodržovat následující pravidla:
1.Restrikční enzymy jsou stabilní při -20 °C, proto s nimi mimo tuto teplotu manipulujeme co
nejkratší dobu a v ledové lázni.
2.Odběr požadovaného množství provádíme vždy novou sterilní špičkou. Kontaminace enzymu vede k
jeho degradaci.
3.Často je možné množství enzymu vyžadovaného pro štěpení snížit a prodloužit dobu štěpení.
4.Pokud má být DNA štěpena dvěma nebo více enzymy, lze štěpení provést současně (pokud reakční
pufr pro oba enzymy je stejný), nebo následně: nejdříve enzym vyžadující nízkou iontovou sílu,
pak koncentraci pufru upravit a provést štěpení dalším enzymem.
5.Jestliže je prováděno štěpení mnoha vzorků DNA, vypočtěte celkové potřebné množství enzymu.
Odeberte toto množství a smíchejte s příslušným restrikčním pufrem. Rozplňte příslušné díly do
jednotlivých reakčních směsí.
4. úloha
Gelová elektroforéza nukleových kyselin
Elektroforéza je jednou ze základních metod molekulární biologie. Tato standardní metoda se
používá k separaci, identifikaci a purifikaci fragmentů DNA. Jako nosiče se nejčastěji používá
agaróza nebo polyakrylamid.
Elektroforéza DNA je používána jak k analytickým účelům (tj. stanovení velikosti nebo
konformace), tak k preparativním účelům (separace DNA podle velikosti a následná izolace
požadované frakce).
Pohyb DNA během elektroforézy je ovlivněn řadou parametrů, z nichž nejdůležitější jsou:
a) Velikost molekuly DNA: čím větší molekula, tím pomaleji se v gelu pohybuje. Lineární dsDNA
se pohybují v gelech rychlostí, která je nepřímo úměrná logaritmu jejich velikosti (bp).
b) Koncentrace gelu jsou důležité při dělení různých velikostí fragmentů:
Molekuly DNA nad 20 kb nelze standardní elektroforézou navzájem oddělit; v těchto případech se
používá pulzní gelová elektroforéza, kterou lze oddělit DNA až do velikosti několika Mb.
c) Rychlost pohybu je závislá na konformaci DNA. Různé formy DNA (ccc, oc a lineární) se
pohybují různou rychlostí.
d) Intenzita elektrického pole: při nízkém napětí je rychlost pohybu přímo úměrná napětí.
Zvyšování napětí vede k nelineárnímu zvýšení rychlosti pohybu a oblast efektivního rozdělení
se snižuje - proto nemá napětí převyšovat hodnotu 5 V/cm.
e) Teplota a zastoupení bází v DNA. Elektroforetické chování DNA v agarózových gelech (na
rozdíl od polyakrylamidových gelů) není významně ovlivněno zastoupením bází nebo teplotou, při
které probíhá elektroforéza. Nejčastěji se elektroforéza provádí při pokojové teplotě; při
použítí gelů o nízké koncentraci se teplota udržuje na nižších hodnotách (4 - 10 °C).
Z hlediska experimentálního uspořádání se rozlišuje horizontální elektroforéza, při níž je gel
umístěn v elektroforetické vaně ve vodorovné poloze a vertikální elektroforéza, při níž je gel
uložen ve svislé poloze.
Elektroforetické pufry
Nejběžněji používané jsou:
- TRIS-acetátový (TAE): 0,04 M Tris-acetát, 0,002 M EDTA, pH 8,2
- TRIS-fosfátový (TPE): 0,08 M Tris-fosfát, 0,008 M EDTA
- TRIS-borátový (TBE): 0,089 M Tris-borát, 0,089 M kyselina boritá, 0,002 M EDTA
Příprava agarózového gelu
V Erlenmayerově baňce připravíme 0,8 % roztok agarózy v TAE pufru:
1.K odměřenému množství pufru (změříme rozměry zařízení na nalévání gelu a vypočteme množství
roztoku agarózy potřebného k přípravě gelu o výšce 0,5 cm) přidáme správné množství práškové
agarózy.
2.Agarózu necháme v tlakovém hrnci rozvařit 10 - 15 min.
3.Roztok zchladíme na 50 °C a nalejeme do zařízení na tvorbu gelu, které je umístěno na
vodorovném podkladu. Zkontrolujeme, zda mezi podložkou a hřebínkem je 0,5 - 1 mm agarózy.
4.Necháme gel zchladnout 30 - 45 min (podle okolní teploty).
5.Po utuhnutí agarózy převrstvíme gel TAE pufrem a opatrně vytáhneme hřebínek.
Nanesení vzorku do agarózového gelu a provedení elektroforézy
1.Vzorek DNA naředíme TE pufrem tak, aby koncentrace DNA byla v rozmezí 0,5 - 1 mg/10 ml. 10
ml vzorku smícháme se 2 ml nanášecího pufru (v Eppendorfově zkumavce nebo na proužku
Parafilmu) a pomocí automatické pipety naneseme do otvoru v gelu, který jsme předtím
převrstvili elektroforetickým pufrem.
2.Přeneseme gel do elektroforetické vany a doplníme elektroforetický pufr tak, aby překrýval
gel přibližně 3 mm. Nastavíme hodnoty napětí nebo proudu a necháme probíhat elektroforézu tak
dlouho dokud barvivo neurazí vzdálenost alespoň 3/4 délky gelu.
3.Po ukončení elektroforézy přeneseme gel do barvící lazně (TAE pufr obsahující 1 mg
etidiumbromidu/ml) a barvíme 0,5 až 1 hod.
Pozn.: Etidiumbromid se interkaluje mezi báze v dvouřetězcové DNA a po ozáření UV světlem
fluoreskuje 80× intenzivněji než samotné barvivo. Tímto způsobem lze detekovat 1 - 5 ng DNA.
Etidiumbromid je silný mutagen. Při práci s jeho roztoky je nutné pracovat v rukavicích a
dodržovat zásady bezpečnosti!
4.Gel opláchneme vodou a fotografujeme pod UV světlem 302 nm.
5. úloha
Transformace kompetentních buněk E. coli plazmidovou DNA
Příprava kompetentních buněk pro transformaci
Vlastní navození kompetence spočívá v pomnožení buněk příslušného kmene E. coli v tekutém
živném mediu (např. LB bujonu) do exponenciální fáze růstu, převedení buněk do roztoku CaCl2,
v němž se buňky ponechají několik hodin, během nichž dojde k jejich vyhladovění a určitým
změnám v buněčné stěně, umožňujícím přijmout externí DNA.
Takto připravené buňky lze použít buď bezprostředně, nebo se převedou do roztoku CaCl2 s
přídavkem glycerolu, v němž je možné buňky zamrazit na -70 °C a použít později (takto
připravené buňky lze uchovávat několik měsíců nebo i déle).
Organizmy: Bakteriální kmen E. coli DH5a
Materiál: LB bujon, sterilní roztok 0,05 M CaCl2, sterilní centrifugační zkumavky, kolorimetr
s příslušenstvím, chlazená centrifuga T23.
Postup
1.20 ml LB bujonu v Erlenmayerově baňce naočkujeme 2 ml bujonové kultury (18 hod/37 °C) a
inkubujeme při 37 °C na vodní třepací lázni do hustoty suspenze OD600 = 0,3.
2.Buněčnou kulturu vytemperujeme na 0 °C v ledové vodní lázni a centrifugujeme 10 min/3000
ot/min při 4 °C. Od této chvíle nesmí teplota překročit 4 °C!
3.Sediment buněk resuspendujeme v polovině objemu ledového roztoku CaCl2 a ponecháme v lednici
při 4 °C přes noc.
4.Buňky zcentrifugujeme jako v bodě 2) a sediment resuspendujeme ve 2 ml (obecně v 1/10
výchozího objemu kultury) roztoku CaCl2.
5.Takto připravené kompetentní buňky lze používat přibližně jeden týden. Pro dlouhodobé
uchovávání se k buněčné suspenzi přidá 1/10 objemu sterilního glycerolu (4 °C!) a suspenze se
zmrazí na -70 °C.
Vlastní transformace metodou tepelného šoku
Materiál: DNA plazmidu pUC18, LB bujon, LB agar, ampicilin, sterilní mikrozkumavky, chlazená
mikrofuga, termostat nebo vodní lázeň.
Postup:
1.Do mikrozkumavky se napipetuje 200 ml kompetentních buněk. V případě, že se používají buňky
zmrazené na -70 °C, nechají se pozvolna rozmrznout při pokojové teplotě, teplota buněčné
suspenze by však neměla přesáhnout 4 °C.
2.Mikrozkumavka se umístí do ledové lázně.
3.Přidá se požadované množství DNA (naředěné TE pufrem) v objemu 10 ml. DNA se obvykle
přidává v množství 1 ng, 10 ng a 100 ng.
4.Lehce se promíchá a ponechá v ledové lázni 20 minut.
5.Buňky se podrobí tepelnému šoku ponořením zkumavky na 1 min do vodné lázně 42° C, nebo 3 min
/ 37° C.
6.Zkumavka se přenese do ledové lázně a přidá se 1 ml LB bujonu.
7.Následuje inkubace 45 min při 37 °C na vodní třepací lázni.
8.Buňky se zcentrifugují 1 min při 8000 ot/min.
9.Supernatant se sleje - většinou však zůstane ve zkumavce asi 100 ml supernatantu, ve kterém
lze buňky resuspendovat.
10.Suspenze se vyseje pomocí bakteriologické hokejky na agarové plotny (LB agar, obsahující 50
- 100 mg ampicilinu /ml).
11.Plotny se inkubují 24 - 48 hod při 37 °C.
Poznámky:
1. Účinnost transformace kolísá v závislosti na použitém kmeni E. coli, na pracovním postupu
při přípravě kompetentních buněk a na koncentraci DNA použité k transformaci. Platí, že
nejvyšší účinnosti transformace se dosáhne při použití velmi nízkých koncentrací DNA
(optimální konc. je pod 1 ng DNA).
2. Je vhodné sledovat nárůst kolonií na plotnách: někdy se stává, že v okolí transformantů se
postupně objevujídorůstají) drobné kolonie, které nejsou transformanty a nejsou tudíž
rezistentní k ampicilinu: rostou v okolí rezistentních kolonií, které ampicilin rozkládají.
3. Vyrostlé kolonie je vhodné přepasážovat na čisté plotny a založit klony z jednotlivých nově
vyrostlých kolonií.
6. úloha
PCR - polymerázová řetězová reakce (princip metody)
PCR umožňuje získat požadovanou sekvenci bez klonování, navíc zcela specifickou. PCR využívá
základních rysů replikace DNA:
Jako templát slouží ssDNA, podle níž je syntetizován komplementární řetězec.
K zahájení reakce je zapotřebí primer, který se připojuje na komplementární úseky DNA. Tím je
zároveň vymezen úsek DNA, který bude amplifikován.
Jako templáty pro syntézu mohou sloužit oba řetězce dsDNA, po předchozí denaturaci.
Primery se vybírají tak, aby se připojovaly k místům ohraničujícím z obou stran amplifikovaný
úsek. Teoreticky lze získat 2n řetězců (kopií), což vede k nesmírně rychlé amplifikaci původní
molekuly.
Provedení reakce
Výchozím materiálem pro PCR je DNA obsahující sekvenci určenou k amplifikaci. Tuto sekvenci
není nutné izolovat - výběr zajistí primery. Jako vzorek je možné použít i biologický materiál
(DNA není nutné purifikovat).
Množství DNA jako výchozího materiálu je velmi nízké: obvykle postačuje méně než 1 ng genomové
DNA, teoreticky postačuje jedna molekula.
Reakční směs obsahuje:
1.DNA 50 ng - 1 mg
mikroorganismy, tkáňové kultury, tělní tekutiny, bioptické vzorky, stěry, vlasy, atd.
2.Primery. Primery pro PCR mívají velikost 10 - 40 bp s obsahem GC mezi 40% - 70%. 3' konec
primeru nesmí být komplementární k žádné části sebe sama (self-complementatity). Primer nesmí
obsahovat palindromy a tvořit stabilní sekundární struktury. Oba primery by měly mít přibližně
stejný obsah GC a podobnou teplotu annealingu (Ta). K navrhování primerů se používají
počítačové programy, z nichž některé jsou volně dostupné.
3.dNTP ve formě Na nebo Li solí, koncentrace v reakci je 0,1 - 0,2 mM.
4.Mg+ ionty. Přítomnost Mg iontů v reakci je nezbytná, jejich množství závisí na množství DNA
a dNTP v reakci. V jejich nepřítomnosti se netvoří žádný produkt, v nadbytku vznikají
nespecifické produkty. Optimální koncentrace se stanovuje experimentálně pro každý pár primerů
zvlášť.
5.DNA polymerázu
Taq Thermus aquaticus
Tth Thermus thermophilus
Tma Thermotoga maritima
Princip:
1.denaturace 95 °C (separace řetězců)
2.připojení primerů (30 - 65 °C) teplota určije specifičnost a závisí na sekvenci primeru.
Ta = Tm - 5 °C
3.polymerační reakce (65 - 75 °C)
4.nově syntetizované řetězce slouží jako templáty pro další cyklus
Cyklické střídání teplot jednou založené směsi zajišťuje průběh reakce PCR, provádí se v
termocyklerech, většinou se provádí 25 - 40 cyklů. Jako polymeráza se používá Taq DNA
polymeráza z Thermus aquaticus.
7. úloha
ultracentrifugace
Příprava preformovaného sacharózového gradientu
Ultracentrifugace je separační metoda používaná v molekulární biologii k identifikaci,
izolaci, purifikaci a charakterizaci biomakromolekul, buněčných organel, virů apod. Na rozdíl
od klasické nízkoobrátkové centrifugace se ultracentrifugací rozumí odstřeďování při vysokých
otáčkách, tj., při 20 000 - 100 000 ot/min. Vysokému počtu otáček je přizpůsobena konstrukce
ultracentrifugy; nutné je intenzívní chlazení a snížení atm. tlaku v rotorovém prostoru.
Rotory jsou vyrobeny z ušlechtilých materiálů, centrifugační zkumavky jsou vyrobeny z hmot
odolávajících vysokému přetížení a vzorek ve zkumavce je hermeticky uzavřen. Nutné je přesné
vyvážení protilehlých centrifugačních zkumavek (přesnost hmotností se pohybuje řádově v
jednotkách mg.)
Z hlediska účelu lze centrifugaci rozdělit na:
a) preparativní, kdy cílem je izolace nebo purifikace biomakromolekul.
b) analytická, kdy cílem je identifikace případně charakterizace dané částice (např.
stanovení její velikosti (mol. hmotnosti), sedimentačního koeficientu, vznášivé hustoty
apod.).
V obou případech je možné podmínky centrifugace zvolit tak, aby dělení částic probíhalo buď v
závislosti na jejich velikosti, nebo v závislosti na jejich hustotě.
Pokud mají být navzájem odděleny částice lišící se navzájem svou velikostí (molekulární
hmotností), probíhá centrifugace většinou v tzv. sacharózových gradientech, tj. v roztocích
sacharózy, jejichž koncentrace u dna centrifugační zkumavky je vyšší než u hladiny.
Nejčastěji se používají lineární gradienty 5 - 20% sacharózy. Vzrůstající hustota roztoku a
tím i jeho viskozita eliminují odstředivé zrychlení působící na částice, jehož hodnota se
směrem od osy otáčení zvyšuje. Gradient tak zajišťuje konstatní rychlost sedimentace částic,
podmiňuje jejich stabilitu a snižuje difúzi usazených částic do okolí. K přípravě gradientů
lze použít rovněž dalších látek, např. D[2]O, ficoll aj.
Sacharózových gradientů se velmi často používá pro stanovení molekulárních hmotností DNA a
proteinů. V případě, že mají být vzájemně odděleny částice na základě své odlišné specifické
hustoty, používá se gradientů chloridu cesného. Roztoky CsCl se vyznačují vysokou hustotou a
při centrifugaci samovolně vytvářejí koncentrační a tím i hustotní gradient. Gradient je určen
počáteční koncentrací CsCl a rychlostí otáčení. K ustálení gradientu dojde během několika
hodin.
Biomakromolekuly, které se na počátku centrifugace promíchají s roztokem CsCl, se při
centrifugaci usadí ve vrstvě roztoku (gradientu), odpovídající jejich vznášivé hustotě (její
hustota je poněkud odlišná od specifické hustoty).
Detekce biomakromolekul po centrifugaci.
V případě preparativní ultracentrifugace lze částice detekovat vizuálně, jako opalescenční
pruhy uvnitř zkumavky. tyto lze pak odebrat (např. injekční stříkačkou) a dále zpracovat.
V případě analytické centrifugace se obsah zkumavky po centrifugaci rozdělí na jednotlivé
frakce (např. vykapáním) a každá frakce se odděleně analyzuje z hlediska fyzikálních
vlastností (tj. hustota, absorbance, radioaktivita, index lomu apod.). Číslo frakce udává
současně i její vzdálenost od povrchu (dna) zkumavky a tím i od středu otáčení. Srovnání
fyzikálních veličin jednotlivých frakcí umožní pak identifikovat polohu částic v gradientu a
blíže je charakterizovat.
příprava preformovaného gradientu sacharózy
1) Připravit zásobní 5, 10, 15 a 20% roztoky sacharózy (w/v)
2) obarvit je safraninem nebo krystalovou violetí
3) vrstvení gradientů: a) převrstvováním
b) podvrstvováním
RCF = relativní odstředivá síla
r = vzdálenost od středu otáčení (poloměr rotoru) v cm
n = počet otáček za minutu (rpm)
n (rpm) [min^-1]
RCF [×g]
r [cm]
Relativní odstředivou sílu (tzn. kolikrát je v určité vzdálenosti od osy rotoru při zvolených
otáčkách odstředivá síla větší než gravitační síla) dovoluje vypočítat vzorec:
RCF = 1,119 . 10^-5 n^2 r
Nomogram pro přepočet relativní odstředivé síly (RCF)
a otáček rotoru (rpm)