Velikosti rostlinného genomu • První měření kolem roku 1950 (Swift PNAS 1950) – pro druh víceméně stálá hodnota • Dnes údaje známé pro více než 12000 druhů cévnatých rostlin (C-value databáze v Kew) • V poslední době se měří téměř výhradně pomocí průtokové cytometrie • Vyjadřuje se v Mbp, Gbp (genomické studie) nebo v pg (cytometrické studie); přepočet 1pg=978 Mbp (Doležel et al.) • 2C – velikost nereplikovaných zygotických jader, 1C (polovina 2C – hlavně v genomice), 1Cx – monoploidní velikost genomu (hlavně pro polyploidní komplexy) K čemu se to dá použít • Identifikace druhu, hybridů • Pro genomické studie – k čemu mají dojít • Jednoduchá metoda na sledování změn v evoluci genomu a mapování modelových druhů (Arabidopsis thaliana, Brachypodium distachyon) • Zajímavé ekologické souvislosti – to co nás v Brně hodně zajímá Rostliny mají extrémně variabilní velikosti genomu Cévnaté rostliny extrémně velká variabilita ve velikosti genomu >2300x variabilita ve velikosti genomu (jader) Extrémy ve velikosti genomu Genlisea aurea 2C=126 Mbp Utricularia gibba 2C=176 Mbp Miniaturní genomy: Lentibulariaceae Arabidopsis thaliana 2C=314 Mbp Bellis perennis 2C=3 090 Mbp člověk 2C=6 153 Mbp Gigantické genomy: Viscum album 2C=178 000 Mbp Paris japonica 2C=300 000 Mbp Velikost genomu – modelové organizmy Velikosti genomu u vyšších rostlin VG u nahosemenných a krytosemenných VG u mechorostů a kapradin Důvody • Chromozomální přestavby, B-chromozomy – prakticky zanedbatelné • Současná nebo historická polyploidie (celogenomové duplikace) – důležité na menších evolučních škálách ale napříč rostlinami většinou nepodstatné (Arabidopsis je historicky asi 512-ploid, ale skoro uplne nejmensi rostlinny genom) • Podstatné: amplifikace repetitivní DNA, zejména různých druhů retrotranspozonů; tvoří (3-)10-60(-80)% genomu • C-value paradox – velikost genomu neodpovídá počtu genů ani komplexitě organizmů (kukuřice ≈ člověk) Genome Utricularia gibba Triticum aestivum 2C genome size (Mbp) 176 34 000 Retrotranspozony < 3% > 80% Geny > 66% < 2% Obsah repetitivních sekvencí – retrotranspozony Oryza sativa C/n= 0.04 pg 30.7 % retrotoelements 27.3 % (101 Mbp) genes Triticum aestivum B genome C/n= 0.83 pg 74.0 % retroelements 2.5 % (100 Mbp) genes Složení repetic LTR-retrotranspozon LTR-retrotranspozon LTR = long terminal repeat TSD = target site duplication PBS = primer binding site PPT = poly purine tract gag, pol, env = open reading frames for genes Retrotranspozony – Oryza Eliminace retrotranspozonů Hlavní mechanizmus snižování VG – možná že schopnost eliminace dokonce určuje velikost genomu (Petrov 2002). Polyploidie • Celá eukaryota paleopolyploidní (člověk je asi paleohexaploid) – v průběhu evoluce běžná diploidizace genomů • Dvojděložné jsou paleohexaploidi • V praxi detekujeme ale jen polyploidii starou několik milonů let - neopolyploidie Vanneste et al. Genome Res. 2014 Recentní polyploidie - neopolyploidie • Historické odhady od 30–70(80) %; 34% (Rice et al. 2019) • Některé skupiny málo polyploidní – Apiaceae, Arecaceae • Hodně polyploidizují např. Poaceae, Violaceae • Polyploidie častější ve vyšších zeměpisných šířkách, na horách, u rostlin s menším genomem, vytrvalých bylin • Polyploidní rody jsou druhově bohatší avšak polyploidi mají méně často speciují (viz Mayrose et al. 2011) Recentní polyploidie – extrémy Haplopappus gracilis 2n = 4 Viola modesta 2n = 4 Ophioglossum reticulatum 2n = 96x = 1440 Voaniola gerardii - 2n = 50x = 596Sedum suaveolens 2n = 80x = 640 Extrémní polyploidie – pletiva Scilla bifolia antipody - 1 024 n elaiosom - 4 096 n Phaseolus coccineus suspensor - 8 192 n Arum alpinum endosperm - 24 576 n Pisum sativum dělohy - 64 n Somatická polyploidie - endopolyploidie - Scilla, Beta (70-80 % buněk) - často u malých genomů, zásobních pletiv Důsledky – nucleotype effect • Vložení retrotranspozonu do/v okolí genu může změnit jeho expresi a funkci; proč ale rostliny tolerují/potřebují tak moc transpozonů v genomu ale není jasné (možná používány k diverzifikaci genomu za stresu/v nouzi?; transpozony asi nemají nějakou významnou strukturní funkci jak se předpokládalo – viz genom Utricularia gibba fungující i se 3% transpozonů) • Duplikované geny polyploidů dovolují různé mutační/evoluční experimenty s „redundantními“ kopiemi genů -> může za vyšší adaptivní potenciál polyploidů a jejich vyšší šanci na úspěšný „útěk“ z daného genomického nastavení (stáze) • Nicméně i sám obsah DNA má pasivních, okamžitých a stálých efektů (nucleotypic effects; „genome size syndrome“), které mohou podstatně ovlivňovat dostupné životní a ekologické strategie rostlin: – Trvání buněčného cyklu (mitóza, meióza) – Velikost buňky – Nutriční (fosfor) nároky Větší genom = pomalejší buněčné dělení Existuje pozitivní korelace mezi velikostí genomu a trváním DNA replikace (S fáze buněčného cyklu), trváním meiózy, mitózy a následně i celého buněčného dělení Šímová & Herben Proc. Roy. Soc. London B 2012 Francis et al. Ann. Bot. 2008 Důsledky pomalého buněčného dělení • Rostliny s velkým genomem nemohou růst dostatečně rychle na to, aby stihly dokončit svůj životní cyklus v rámci jedné sezóny, a musí být proto vytrvalé • Velmi malé genomy jsou proto typické pro efemérní druhy (Arabidopsis, Erophila, Veronica…) a jednoletky Bennett New Phytol. 1987 Funguje i u českých kytek • Velikosti genomu pro >1600 druhů, pgls analýza z trait daty v databázi CLOPLA (reprezentativní pro české kytky) Perennials Annuals 4681012 ln2Cgenomesize[Mbp] Non-clonal Clonal 46810 Perennials ln2Cgenomesize[Mbp] p<10-15; R2=0.06; N=1220 p<0.03; R2=0.004; N=917 Velký genom ale nemusí překvapivě znamenat pomalý růst • Temperátní jarní geofytní druhy mají nápadně větší genomy než jejich příbuzní; i přes to jsou ale na jaře schopni vyrůst velmi rychle, aby stihly vývoj před zápojem stromového patra (zastínění) • Tady je rychlý „růst“ zajištěn předdělením buněk v hlízách, které probíhá v „dormatním“ stavu, kdy jsou hlízy pod zemí (může trvat i několik měsíců). Na jaře se předdělené buňky naplní vodou, což zajistí rychlý nárůst objem a „růst“ – výsledkem je dužnatost • Podobně to možná funguje obecně i u pupenů a vypadá to, že byliny s větším genomem rostou paradoxně rychleji! (Herben et al.) Zásobní orgán = větší genom • Energetické/materiální zásoby u rostlin se zásobními orgány pravděpodobně dovolují nerušenou DNA replikaci a buněčné dělení – geofytní rostliny proto asi mohou tolerovat větší genomy Veselý et al. Ann. Bot. 2013Cx=470 Mbp Cx=676 Mbp Větší genom = větší buňka • Existuje úzká korelace mezi velikostí jádra (genomu) a množství cytoplazmy v buňce (důvody jsou nejasné – možná optimalizace metabolické efektivity) • Velikost genomu a obsah cytoplazmy proto napříč různými organizmy určují minimální velikost buňky; buňka se ale může dále zvětšovat vakuolami téměř do nekonečna • Nejtěsnější korelace velikosti genomu u meristematických buněk a průduchů – mají minimum vakuol a je zde silná selekce na metabolickou efektivitu; nebo u pylových zrn – velká velikost by omezovala pohyblivost (dolet; třeba u kukuřice) • Relativně dobrá korelace u rostlin také s velikostí epidermálních buněk Jorgensen et al. Mol. Biol. Cell 2007 Beaulieu et al. New Phytol. 2008 Rostoucí pivní kvasinky Krytosemenné rostliny Živočišnéerytrocyty Gregory Biol. Rev. 2001 • Korelace s velikostí genomu slábne při porovnání velikosti orgánů a téměř zmizí při porovnání s celkovou velikostí rostliny – se vzrůstající komplexitou roste důležitost počtu a tvaru buňěk • Velikostní trendy ale patrné při porovnání příbuzných druhů (polyploidní agregáty, diploidní a polyploidní plodiny = gigas efekt) Větší genom (=) větší rostlina 2x 4x 2x 8x Fragaria vesca Fragaria ×ananassaCitrulus lanatus 2x 10x Leucanthemum album L. ×superbum Větší genom (=) větší semeno • V absolutním měřítku velikost semena samozřejmě závisí hlavně na jeho designu a počtu buněk, ze kterého je tvořeno • Vztah se velikost genomu pozorovatelná zejména u blízce příbuzných druhů, např. v polyploidních agregátech • Rozdíly můžou hrát roli v úspěšnosti šíření, uchycení,…. Stellaria pallida Stellaria media Trifolium pratense 2x 4x Rumex hydrolapathum (20x) Rumex conglomeratus (2x) Větší genom = větší průduchy Veselý et al. Ann. Bot. 2012 Log 2C velikost genomu (bp) Logdélkaprůduchů(µm) Prostředí (možná sucho a málo CO2) Velikost genomu Beaulieu et al. New Phytol. 2008 Větší průduch = méně efektivní průduch • Možná nejdůležitější efekt velikosti genomu s přímou návazností na fyziologii a ekologii rostlin; zatím skoro neprobádané • Čím je větší (širší) svěrací buňka, tím je hlubší průduchová štěrbina a tím je delší i cesta pro difúzi/výměnu plynů (CO2, vodní pára) • Větší průduch je proto méně efektivní při příjmu CO2 (základní strava rostlin a složka biomasy) – k získání stejného množství CO2 musí větší průduch zůstat otevřený déle – to je bezpečné pouze ve stabilně vlhkém prostředí • Z většího tepla se kytky hůř chladí (menší transpirace) a b b > a Hypotetické důsledky • Úspěšnost kytek v glaciálu za velmi nízkého CO2 vesrsus současnost – mohlo by souviset s expanzivností jednotlivých druhů • Jarní geofyty (velké genomy a průduchy) – můžou fungovat jen za dostatku vláhy na jaře + stabilní podmínky uvnitř lesa +nemusí tolik chladit • Potenciálně horší chlazení listů možná důsledek toho, proč jsou polyploidi zejména v arktických oblastech a ne v tropech a subtropech (krom jiných teorií) a proč jsou v tropech kytky jen s malýma genomama. • parazitické rostliny mají větší genomy (např. Viscum, Melampyrum) – o vodu a efektivitu průduchů se nestarají – vodu si berou z hostitele (asociované houby) • pokud rostliny s velkým genomem a velkými průduchy chtějí růst v suchém prostředí, vyžaduje to řadu xerofytních adaptací (např. jehličnany s univerzálně velkými genomy a průduchy) • udržení transpiračního proudu (bránění kavitaci) možná může za malé, nepolyploidní genomy u krytosemenných stromů) • Efektivní průduchy nutné pro fotosyntézu a produkci biomasy – možná vztah velikosti genomu a produktivity prostředí (např. malé genomy v tropech) Větší průduch = pomalejší průduch • Rychlé zavírání umožňuje lepší hospodaření s vodou, hodí se jako reakce na náhlé změny prostředí – např. zvýšená transpirace v důsledku větru • Mechanizmus komplexní, ale přispívá k tomu asi i rozdíl v poměru povrch/objem u různě velkých svěracích buněk (zmenšuje se s velikostí buňky) a dobu, za jakou jde tato buňka naplnit vodou • Nejrychlejší průduchy u trav - může souviset s jejich extrémním evolučním úspěchem na otevřených stanovištích v posledních ≈ 30 Myr. • Asi budou i další konsekvence – odpověď na změnu klimatu a rostoucí CO2? Nephrolepis Triticum 50 100 200 500 1000 2000 5000 10000 5102050 Objem svěrací buňky (µm3) Minimálnídobazavírání(min) Šmarda et al. rejected Větší buňka = levnější buňka • Pokud buduje rostlina pletivo z velkých buněk, na stejný objem spotřebuje méně uhlíku (fotosyntézy), zejména pokud buňku vyplní vakuolou s vodou – rostliny asi používají větší buňky když je potřeba zajistit „růst“ s minimálními fotosyntetickými náklady (za C/světelné limitace) • Zvětšení buněk často zprostředkováno endopolyploidií (ačkoli replikace DNA také něco stojí – viz dále); klasický příklad je endopolyploidie u hypokotylu Malé buňky = větší množství buněčných stěn v daném objemu Velké buňky = menší množství buněčných stěn v daném objemu Hypotetické důsledky • lepší (rychlejší) růst kořenů u sucho-tolerantních rostlin – používá se v současnosti k selekci plodin pro suché oblasti (např. kukuřice) • jarní geofyty možná potřebují velké genomy a buňky k tomu, aby šetřili materiálem na stavbu těla, které stejně dlouho neposlouží • Určitě řada dalších vztahů v souvislosti s „levnou“ tvorbou živé biomasy – např. rychlý růst a kompetice o světlo; diploidi vs. polyploidi Větší genom =? zvýšené nároky na živiny (fosfor) • DNA a RNA jsou na fosfor jedny z nejbohatších molekul v buňce • Leitch & Leitch (Science 2008) se domnívají, že polyploidní buňky mohou být náročnější na P – to by mohlo ovlivnit rozšíření polyploidů a rostlin s velkými genomy, stejně jako je to známo u řasových společenstev nebo u některých plžů • Grantový projekt 2011–2014 (pokusy Rengen, Svalbard, Cape, Ruzyně) Elser et al. BioSciences 1996 Rengen Grassland Experiment - důkaz? • Založen 1941 a od té doby pravidelně udržován; oligotrofní trávník na začátku zorán a oset směsí produkčních trav a pícnin; hnojeno ročně, blokový design zásahů • Rostliny s většími genomy jsou úspěšnější na P hnojených plochách – hlavně kompetitivní polyploidní trávy; produkce biomasy vzrůstá na úkor druhové bohatosti Prezenčně absenční data Sušinou vážená data ln půdní P (mg/100 g) ln půdní P (mg/100 g) • Kompetitivní vlastnosti polyploidů podmíněny dostatkem P • Podobné výsledky také teď v Park Grass Experiment Šmarda et al. New Phytol. 2013 Svalbard • Arktické souostroví, kompletně zaledněno, 162 původních druhů, více než 80% polyploidních (nejvyšší na světě) • Nasbíráno 125 druhů (77%) ve dvou oblastech, cytofloristika, fytocenologické snímky + vzorky půd • Žádný rozumný vztah s P, ale s bare ground a nadmořskou výškou (=teplotou) • Vyšší zastoupení polyploidů dáno asi jen jejich vyšší schopností přežívat než dostupností P 0 20 40 60 80 100 0 10 20 30 Percentageof polyploidspecies Plant available soil P (mg/kg) 0 20 40 60 80 100 0 50 100 Percentageof polyploidspecies Bare ground cover (%) Flóra Kapska (jižní Afrika) • ≈9 000 druhů na území 90 000 km2; 67% endemizmus; radiace asi 30 linií v průběhu posledních 14 Mya, kdy se vysušil jih Afriky • Kontrastní podloží a půdy s řadou specialistů (endemitů) Kapsko výsledky • Cytofloristika: sbírány všechny druhy 8 rodů v 8 územích (±500 druhů)+FCM; analýza živin v půdě a biomase • Polyploidi paradoxně nejčastější na P chudých substrátech - ?důkaz větší adaptivity polyploidů (na P chudý substrát)? • Polyploidi zde také téměř chybí u dřevin – asi globální trend. 2.2 2.3 2.4 2.5 2.6 2.7 10 100 1000 Averageploidylevel Total soil P (mg/kg) 2.2 2.3 2.4 2.5 2.6 2.7 5 10 15 20 25 30 35 Averageploidylevel Plant available soil P (mg/kg) p=0.002 Jak je to tedy s P limitací polyploidů? • Praktické pokusy na Svalbardu a v Kapsku neukázaly žádnou závislost frekvence polyploidie a P, stejně tak kultivační experimenty s páry diploid a polyploid v Ruzyni (Šmarda et al., to be published) • Výsledky z Rengenu i z Parkgrass můžou být stejně dobře dané tím, že polyploidi jsou zde zároveň největší kytky + to může být dáno jejich vyselektovanou schopností být kompetitivně zdatnější • Větší jádro znamená větší buňku a víc P, ale větší buňka zároveň znamená méně fosfolipidových membrán na jednotku objemu – chtělo by to model • Rostliny na zvětšení buňek používají často endopolyploidii – proč by to dělaly, kdyby to bylo nějak živinově náročné • V současnosti dva pokusy – endopolyploidie (Ondra a Lucka) a obsah P na buňku u diploidů a polyploidů (Kristýna)? U rostlin se P nároky musí chápat jako nároky celé rostliny, ne jen jednotlivé buňky – to je asi důvod, proč teorie P limitace a genomu funguje dobře u řas a ne u rostlin, kde jsou celkové nároky dány do značné míry počtem buněk (velikostí těla) Co „převážně“ řídí evoluci velikosti genomu Mutační teorie – řeší, jak genom roste; předpokládají, že velké a pomaleji se dělící buňky jen tolerují větší genom • Driftem – junk DNA teorie • Selfish množením transpozonů (jak můžou, tak se množí) – selfish DNA theory Optimalní teorie – řeší, jaká je optimální velikost genomu • Velikost genomu koevolvuje s velikostí buňek (velikost DNA jako důležitý strukturní buněčný komponent) – nucleocytoskeletal theory (velikost genomu selektována ke správnému fungování buňky) • Genom si žije vlastním životem a jeho změny se jen „pasivně“ projevují na velikosti buňěk – nucleotype theory Dají se najít argumenty pro i proti každé z nich – nic nefunguje univerzálně Varibilita velikosti genomu uvnitř druhu? • Variabilita - nutný předpoklad evoluce každého znaku • Variabilita uvnitř druhu – možný vhled do raných stádií evoluce velikosti genomu • Od 60. let první práce u Linum, Lolium • Velký boom kolem 80. a začátkem 90. let • Greilhuber 1995–1998 a skepse k měření • Greilhuber 2005 a dvojpíky • V současnosti více než 200 prací; více než 50 zpochybněno nebo zamítnuto Nesmyslná variabilita Metabolity: • Helianthus annuus – různě osluněné listy • Euphorbia pulcherrima – různě barevné listy Absence interní standardizace: • Glycine max Horká hydrolýza u Feulgenovy reakce: • Hedera helix – rozdíl mezi starými a mladými listy Některé příklady ze současnosti • Microseris douglasii • Zea mays (zde objeveny transpozony – B. McClintock, Nobelova cena 1983) • Hordeum spontaneum • Silene latifolia (pohlavní chromozomy) Rumunské kostřavy a vnitrodruhová variabilita v obsahu DNA Šmarda. Folia Geobotanica 2006 F. pallens F. polesica F. vaginata F. rupicola Variabilita v obsahu DNA Festuca pallens – areál 20 000 bp ledovec step tundra - steptundra Pannonian type 4x Alpen type 4x Scabrifolia type 4x Variabilita v obsahu DNA F. pallens Šmarda & Bureš. Annals of Botany 2006 Vnitropopulační variabilita obsahu DNA Šmarda, Bureš, Horová. Annals of Botany 2007 Vnitropopulační variabilita obsahu DNA Vnitropopulační variabilita obsahu DNA Velikost genomu – matka versus potomek? 17 matek 565 semenáčků 56 2 4x 2 5x 1 6x Velká variabilita mezi potomstvem jedné matky Čím větší VG matky, tím větší VG potomků Vliv otce na VG semenáčků?! Stablizující selekce na VG C S X C X X C S S C S X C X S C S S C X X C X S kontrola intraspec. interspec. Standard pots Competition pots 0.62 0.64 0.66 0.68 0.70 0.72 0.74 0.76 Relativegenomesize(a.u.) N=294 N=310 Genomický GC obsah • Zatoupení ATGC bazí v genomu není stejné; vyjádřením obsahu jakékoliv báze můžeme spočítat koncentraci zbývajících; nejčastěji se používá GC obsah • Může se měnit různými strukturálními změnami nebo selekčními tlaky GC extrémy 16,6% – nejmenší bakteriální genom endosymbiotické Candidatus carsonella ruddii 74,9% – anaerobní Anaeromyxobacter dehalogenans 29% – pavouk Stegodyphus lineatus 47,4% – mihule říční Lampetra fluviatilis 34,7% – Ginkgo biloba, Allium cepa 49,7% – Sesleria caerulea Co určuje GC obsah? Strukturální změny Coding DNA Non-coding DNA Arabidopsis 44.1 % 32.7 % Zea mays 52.0 % 47.0 % Oryza sativa 45.3 % 42.9 % Introns (Oryza) 54.2 % Exons (Oryza) 38.3 % Huck retrotransposons (Zea mays) ≈ 60 % Wallabi retrotransposons (Oryza) 50.9 % MITE retrotransposons (Oryza) 28-34 % Ribosomal DNA ≈ 70 % Selection drive I genes 1st codon 2nd codon 3rd codon Oryza sativa 54.2 % 57.5 % 32.7 % 61.8 % Arabidopsis 44.6 % 44.6 % 47.0% 41.7 % Allium cepa 45.3 % 43.5 % 42.9 % 40.9 % Selection drive II Mutační bias • Význam vždy jen ten, co se dědí • Biased gene conversion • Replication associated bias – různá expozice řetězců při replikaci Měření GC obsahu • Nejlépe kompletní genomová sekvence (přes 1200 je jich známo u bakterií, u eukaryot snad ani jedna) • Různé biochemické metody • DNA melting • Flow cytometrie DNA melting • GC báze se vážou pevněji než AT páry – obecně se myslí, že je to tím, že se vážou trojnou vazbou, ale je to spíš díky struktuře aromatických vazeb v molekule • Při metlingu se DNA naseká na menší kousky, postupně se zahřívá a denaturuje – z dvořetězce se stávají jednořetězce • Zaznamenává se absorbance a množství rozvolněné DNA(dvoušroubovice a jednořetězce se liší); může se nechat renaturovat • Zjištuje se teplota, kdy je denaturováno 50% DNA. Z této hodnoty se potom spočítá GC obsah. Flow cytometrie I • Z měření se dvěma barvičkami – jedna barví celkovou DNA (např. PI), druhá je specifická na některé báze (např. DAPI) • PI se váže interkalárně do dvoušroubovice • AT/GC specifickeé barvičky se váží interkalárně (ale tam málo svítí) a potom na povrch na určitý počet bazí (tam svítí několikařádově intenzivněji Flow cytometrie II • Vztah mezi fluorescencí a obsahem AT/GC není lineární ale podle níže uvedeného vztahu • Řešení vyžaduje vyřešit složitou rovnici – k tomu je na webu excelovský soubor: http://www.sci.muni.cz/botany/systemgr/download/Festuca/ATGCFlow.xls 0 0.05 0.1 0.15 0.2 0.25 0 0.2 0.4 0.6 0.8 1 n n AT ATAT ATf    1 )1( )( 0 1 )1( 1 )1( 0)()(        n reference n referencereference samplen sample n samplesample referencesamplesample AT ATAT DF AT ATAT ATfDFATf Co GC znamená • Termostability hypothesis – na základě větší stability GC bazí – hlavně u baktérií; u rostlin možná funguje při stabilizaci DNA za sucha (Šmarda et al. 2014) • Náročnost syntézy (Rocha & Danchin 2002) • Funkčnost genomu – Vinogradov 2001, 2003, 2005 – korelace GC s bendabilitou DNA, schopností B-Z tranzice, DNA curvature, tvoření nukleosomu – důležité při regulaci transkripce a kondenzace chromatinu Příkladové studie Barow a Meister 2002 Festuca Festuca II Festuca III Festuca IV Monocots I Amaryllidaceae Commelinaceae Poaceae Hydrocharitaceae Marantaceae Typhaceae Monocots II - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? 100 ? Unclear Orthodox Recalcitrant Pollen design Significant changes GC increase GC decrease 2C DNA increase 2C DNA decrease 34 2C DNA (Gbp) GC content (%) 36 38 40 42 44 46 48 1 5 20 90 100 Myr Poales Zingiberales Commelinales Arecales Dasypogonaceae Asparagales Liliales Pandanales Dioscoreales Petrosaviales Alismatales Acorales Amaryllidaceae Orchidaceae Alstroemeriaceae Melanthiaceae Commelinaceae Marantaceae Typhaceae Dianella Araceae Xyridaceae Eriocaulaceae Poaceae Asparagaceae Juncaceae Cyperaceae Flagellariaceae Joinvilleaceae Ecdeiocoleaceae Monocots II 3.0 3.5 4.0 4.5 5.0 354045 log somatic 2C DNA content (Mbp) GCcontent(%) High GC grasses • Correlates with the extreme evolutionary succes of grasses in open and drough stressed habitats and Tertiary expansion of grass biome (Šmarda et al. PNAS 2014) • High GC correlates with presence of GC rich genes´ orthologs of unknown function (? is this the same in GC-rich Xyridaceae and algae) BEP clade Poales Pooideae Ehrhartoideae Grasses – BEP clade PACCMAD clade Pooideae Stipeae Brachypodieae Nardeae Oryza sativa Triticeae+Bromeae Seslerieae Meliceae Poeae+Aveneae Meliceae – Glyceria Meliceae – Schizachne Low GC in holokinetics? • Unknown molecular reasons • Single example - holokinetics rare in vascular plants but common in various groups of arthropods (Odonata, Trichoptera, Nematodanthognata, • Stiff holokinetic chromosomes tolerate breaks – known in many ancient lineages - might allow terrestrialization (Zedek & Bureš submitted) (for plants e.g. holokinetic Zygnemataceae – GC content unfortunately not known) holokinetic clade grasses • Endopolyploidi • Genome size downsizing u polpyloidů